Animales de laboratorio, finalidades y métodos de su uso en virología. Animales de laboratorio Vea qué son “animales de laboratorio” en otros diccionarios

ANIMALES DE LABORATORIO

animales de laboratorio, animales criados especialmente para investigaciones médicas, veterinarias y biológicas. A tradicional L.zh. incluyen ratones blancos, ratas blancas, varios tipos de hámsteres, cobayas, conejos, gatos, perros; hasta ratas algodoneras no tradicionales, topillos, jerbos, hurones, zarigüeyas, armadillos, monos, minicerdos, miniburros, marsupiales, peces, anfibios, etc. Existe un grupo de aves de laboratorio (pollos, palomas, codornices, etc. .). Excepto L.zh. En los experimentos se utilizan animales domésticos, normalmente ovejas y cerdos. Los productores de sueros inmunitarios y de diagnóstico son caballos, burros, carneros y conejos. En los experimentos también se utilizan muchos invertebrados (por ejemplo, Drosophila), así como protozoos.

L.zh. están controlados por indicadores genéticos, ambientales, morfológicos y del estado de salud. Se crían en viveros especiales o en viveros de instituciones científicas. Los no lineales utilizados en el experimento. L.zh. debe tener un alto grado de heterocigosidad. Cuanto menor sea la población cerrada de animales criados no lineales, mayor será el grado de aumento de la endogamia entre ellos. Para la investigación, se utilizan cada vez más animales homocigotos (consanguíneos, lineales) criados sobre la base de una consanguinidad cercana (Fig. 1). Se conocen alrededor de 670 cepas de ratones, 162 cepas de ratas, 16 cepas de cobayas, 66 cepas de hámsteres, 4 cepas de jerbos y 7 cepas de pollos. Cada línea tiene sus propias características en el conjunto de genes, sensibilidad a diversos antígenos y factores de estrés. L.zh. Los animales lineales se controlan sistemáticamente para determinar su homocigosidad. Al criar L.zh.(vivarios) deben ser muy higiénicos, espaciosos, con un intercambio de aire 10 veces mayor por hora y una humedad del aire del 5065%. En 1 m 2 de superficie se colocan 65 ratones adultos o 240 jóvenes, 20 x 100 ratas, 30 x 40 hámsteres, 15 x 18 cobayas y 3 x 4 conejos. En una jaula no se permite contener más de 15 ratones, 10 ratas, 5 hámsteres y cobayas y 1 conejo. Al menos el 50% del área del vivero se asigna a cuartos de servicio. Para evitar el intercambio de agentes infecciosos, no se permite mantener especies diferentes. L.zh. en la misma habitación o jaula. Los ratones, ratas, cobayas y hámsteres se mantienen principalmente en recipientes de plástico en forma de cono con tapa de malla; conejos, perros, monos y pájaros en jaulas metálicas. Las bandejas y jaulas se colocan en bastidores de 1 x 6 niveles (Fig. 2), equipados con bebederos automáticos y comederos tipo bunker, y se lavan y desinfectan minuciosamente con medios físicos o químicos antes de su uso. Los baños para ratones y ratas se reemplazan semanalmente por otros limpios. La eliminación de la basura y el lavado se llevan a cabo en una sala especial equipada con dispositivos o lavadoras adecuadas. ellos se alimentan L.zh. pienso natural o concentrados briquetados según las necesidades diarias desarrolladas. El pienso en briquetas se coloca en los comederos durante varios días. Sirve L.zh. personal capacitado que haya sido sometido a reconocimiento médico.

L.zh. Son características muchas enfermedades infecciosas: salmonelosis, listeriosis, estafilococosis, viruela, diarrea viral, coriomeningitis linfocítica, coccidiosis, helmintiasis, micosis, infecciones transmitidas por garrapatas, etc. Portador latente (especialmente en ratas) de bacterias y virus patógenos, formas ocultas de enfermedades infecciosas. Se encuentran enfermedades de etiología poco estudiada. Algunas infecciones L.zh. son zooantroponosis. Prevención de enfermedades L.zh. se basa en el estricto cumplimiento de las normas sanitarias e higiénicas, máxima desinfección del medio ambiente (habitaciones, aire, equipos, piensos, ropa de cama, etc.). La producción está organizada en algunos países. L.zh. sin factores patógenos específicos, los llamados animales SPF (ver). Necesidad creciente de L.zh. condujo al surgimiento de la ciencia de L.zh., que incluye genética, ecología, morfología, fisiología, patología y otras secciones, así como la cría especial de animales de laboratorio. En muchos países (EE.UU., Reino Unido, Alemania, Francia, URSS, etc.) existen centros científicos correspondientes, cuyo trabajo está coordinado por el Comité Internacional para la Ciencia de L.zh.(YCLAS).

Literatura:
Bashenina N.V., Guía para mantener y criar nuevas especies de pequeños roedores en la práctica de laboratorio. M., 1975;
Normas sanitarias para el diseño, equipamiento y mantenimiento de clínicas biológicas experimentales (vivarios), M., 1973.

Diccionario enciclopédico veterinario. - M.: "Enciclopedia soviética". Editor en jefe V.P. Shishkov. 1981 .

Mira qué son "ANIMALES DE LABORATORIO" en otros diccionarios:

animales de laboratorio- ver Animales de laboratorio. (Fuente: “Diccionario de términos de microbiología”)... Diccionario de microbiología

ANIMALES DE LABORATORIO- ANIMALES DE LABORATORIO, animales que sirven en laboratorios de diversos tipos con fines científicos y prácticos. L.zh. Deben ser aquellos que se obtengan fácilmente, se mantengan bien o se críen en un laboratorio y, además, sean adecuados a su manera... ... Gran enciclopedia médica

animales de laboratorio- animales utilizados en experimentos científicos o experimentos, pruebas biológicas, procesos educativos, así como en la producción de productos biológicos... Fuente: LEY MODELO SOBRE EL MANEJO DE ANIMALES (Junto con RAZAS POTENCIALMENTE PELIGROSAS... ... Terminología oficial

ANIMALES DE LABORATORIO- utilizado científicamente. propósito en biología, medicina, medicina veterinaria, págs. xve. Dependiendo de las tareas del científico. Durante el experimento se seleccionan L., las más adecuadas para estos fines. Esto tiene en cuenta no solo el biol. características de la forma que garantizan simplicidad y...

animales de laboratorio- animales de experimentación o de experimentación utilizados en laboratorios con fines científicos y prácticos. L.zh. debe estar sano, tener algunas características específicas (por ejemplo, susceptibilidad a las infecciones en estudio,... ... Gran enciclopedia soviética

animales modelo- * ganado madelny * animales de laboratorio modelo animal que se utilizan para investigaciones científicas, especialmente investigaciones médicas, con el fin de estudiar enfermedades humanas hereditarias. En n. vr. alrededor de 250 se utilizan en medicina experimental... Genética. Diccionario enciclopédico

ANIMALES EN EXPERIMENTOS- uso de animales en investigaciones biológicas, fisiológicas y médicas, en pruebas de toxicidad de diversos productos y medicamentos, en diversos programas educativos, etc. Los animales son sacrificados y luego examinados... ... Enciclopedia de Collier

animales de laboratorio- (experimentalmente) diversas especies de animales utilizados en laboratorios con fines científicos y aplicados. Actualmente, en medicina experimental se utilizan unas 250 especies de animales vertebrados e invertebrados. Tradicional para... ... Diccionario de microbiología

ANIMALES- (Animalia), el reino de los organismos vivos, una de las divisiones más grandes del sistema orgánico. paz. Probablemente surgió aprox. 1 1,5 mil millones de años en el mar en forma de células que parecen microscópicas. Flagelados ameboideos aclorofilos. Tierra F... Diccionario enciclopédico biológico

animales en el espacio- En los años 1940 y 1950 comenzaron en la URSS y en los EE.UU. experimentos destinados a determinar si era posible realizar vuelos espaciales tripulados. La primera etapa de la investigación bioespacial fueron los vuelos repetidos de perros, monos y otros animales en cohetes a gran altura... Enciclopedia de creadores de noticias

Libros

Animales de laboratorio. Libro de texto, Stekolnikov Anatoly Aleksandrovich, Shcherbakov Grigory Gavrilovich, Yashin Anatoly Viktorovich, El manual contiene material sobre importantes ramas de la medicina veterinaria y la ciencia animal, relacionadas con el mantenimiento, la alimentación y las enfermedades de los animales de laboratorio. Presentado según métodos generalmente aceptados, correspondientes… Categoría: Veterinaria Serie: Libros de texto para universidades. Literatura especial Editor:

En el trabajo de diagnóstico de los laboratorios bacteriológicos, a menudo es necesario recurrir a la infección de los llamados animales de laboratorio o de experimentación. La mayoría de las veces, en la práctica cotidiana, se utilizan para este propósito animales pequeños y baratos: ratones y ratas blancas, conejillos de indias, conejos, pájaros, palomas y gallinas. Los perros y gatos se utilizan con menos frecuencia y varios tipos de animales de granja se utilizan incluso con menos frecuencia. El objetivo de los métodos de investigación biológica es determinar la patogenicidad o el grado de virulencia del material en estudio, aislar cultivos puros de microbios del material, separar microorganismos patógenos de una mezcla con especies saprofitas, etc. También se utilizan ampliamente animales de laboratorio. en la práctica serológica: conejillos de indias - para obtener complemento , conejos (ovejas, terneros) - en la producción de diversos sueros aglutinantes, hemolisina, eritrocitos, etc. Para la producción de medios nutritivos especiales, sangre, suero, diversos órganos, tejidos, etc. . se obtienen de animales Además, los animales de laboratorio se utilizan ampliamente para determinar las cualidades de fármacos biológicos y quimioterapéuticos, así como para trabajos científicos y experimentales. Los animales de laboratorio también se utilizan para diagnosticar determinadas enfermedades infecciosas, modelar procesos infecciosos agudos y crónicos experimentales, establecer la virulencia y toxigenicidad de las cepas microbianas estudiadas, determinar la actividad de las vacunas preparadas y estudiar su seguridad.

Los laboratorios bacteriológicos para trabajos rutinarios suelen criar animales de laboratorio en viveros especialmente organizados para este fin. Esto permite obtener siempre cantidades suficientes de material experimental probado y de impecable calidad. Si los animales no se crían, sino que solo se mantienen en un laboratorio, entonces la habitación para ellos se llama vivero. Se compran nuevos lotes de animales en los viveros. Las condiciones de alojamiento y alimentación en estos departamentos son casi las mismas, por lo que en el material siguiente no habrá diferenciación entre las estructuras de laboratorio indicadas.

Breve información sobre el mantenimiento, cría, alimentación y enfermedades de los animales de laboratorio.

La tenencia de animales en viveros debe, siempre que sea posible, corresponder a las condiciones de su existencia en la naturaleza. Esta disposición se aplica especialmente a los animales y aves silvestres nacidos en libertad (palomas salvajes, gorriones, ratones grises domésticos y ratas). En condiciones de vivienda y alimentación desfavorables para ellos, estos animales mueren rápidamente en cautiverio (especialmente gorriones y ratones grises). Un requisito previo para el funcionamiento exitoso del vivero es el estricto cumplimiento de todas las normas veterinarias, sanitarias, zootécnicas y zoohigiénicas. Estos últimos prevén el mantenimiento de los animales en jaulas espaciosas, luminosas, secas y limpias, en locales bien ventilados y con temperatura normal, una alimentación racional y nutritiva y la realización de medidas preventivas para prevenir diversas enfermedades. Una buena composición de toros (machos y hembras) es de gran importancia para un vivero.

El vivero (vivarium) debe contar con varias secciones para la cría de diferentes tipos de animales (conejos, cobayas, ratones, etc.). La estructura del vivero incluye:

departamento de cuarentena y adaptación de animales recién llegados;

clínica biológica experimental para la cría de animales de experimentación;

salas de aislamiento para animales sospechosos de enfermedades infecciosas y que se sabe que están enfermos, cuya destrucción, según las condiciones del experimento, no es deseable;

una sala experimental (o sala de manipulación) en la que se realizan pesajes, termometría, infección, vacunación de animales, extracción de sangre y algunos otros procedimientos.

El equipamiento de la sala experimental viene determinado en cada caso concreto por las tareas y condiciones de la investigación científica que se realiza.

El departamento de cuarentena, el departamento para animales de experimentación y la sala de aislamiento para animales infectados están ubicados en habitaciones estrictamente aisladas entre sí y de todas las demás habitaciones del vivero.

Además de las principales unidades estructurales enumeradas anteriormente, el vivero debe contener:

a) una cocina de alimentación que consta de dos salas adyacentes para el procesamiento y producción de piensos con salidas independientes al pasillo desde cada habitación, una despensa con cofres especialmente equipados (metálicos o revestidos con hojalata) y refrigeradores para almacenar los suministros de alimentación,

b) un departamento de desinfección y lavado que consta de 2 salas unidas por un autoclave de transición o una cámara de calor seco.

El trabajo del departamento de desinfección y lavado está determinado por el estado del material que ingresa para su procesamiento. El material infectado, como jaulas, ropa de cama y comederos, primero se desinfecta y luego se limpia y lava mecánicamente. El material que no presente riesgo de infección debe limpiarse primero mecánicamente y luego (si es necesario) esterilizarse.

La sala de lavado en un vivero debidamente organizado tiene un vertedero de basura para eliminar los desechos y una carretilla elevadora para entregar material y equipo al vivero.

Junto al departamento de desinfección y lavado hay un almacén de material limpio (repuestos) con jaulas, bebederos, comederos, etc., locales domésticos y un bloque sanitario (ducha y WC) para el personal de servicio.

De acuerdo con las normas sanitarias vigentes, el vivero está ubicado en un edificio separado o en el último piso de un edificio de laboratorio. Al colocar un vivero en un edificio de laboratorio, debe estar completamente aislado de todas las demás habitaciones.

La sala para la cría de animales de laboratorio debe ser cálida, luminosa y seca, con calefacción central, iluminación natural y artificial, suministro forzado y ventilación por extracción, suministro de agua fría y caliente.

Los pisos del vivero son de material impermeable, sin zócalos y con pendiente hacia las aberturas o canalones conectados al sistema de alcantarillado. Las paredes están revestidas con azulejos, los techos y las puertas están pintados con pintura al óleo.

Publicaciones sobre el tema:

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2018-8-4-207-217.

Makarova M.N., Rybakova A.V., Gushchin Ya.A., Shedko V.V., Muzhikyan A.A., Makarov V.G. Características anatómicas y fisiológicas del tracto digestivo en humanos y animales de laboratorio // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2016, N° 1. –S. 82-104.
Voronin S.E., Makarova M.N., Kryshen K.L., Alyakrinskaya A.A., Rybakova A.V. Los hurones como animales de laboratorio // Boletín Veterinario Internacional. -2016, N° 2. –S. 103-116.
Rybakova A.V., Kovaleva M.A., Kalatanova A.V., Vanatiev G.V., Makarova M.N. Los cerdos enanos como objeto de investigación preclínica // Boletín Veterinario Internacional. -2016, n°3. –S. 168-176.
Voronin S.E., Makarova M.N., Kryshen K.L., Alyakrinskaya A.A., Rybakova A.V. Los hurones como animales de laboratorio // Materiales del IV Congreso Internacional de Farmacólogos y Toxicólogos Veterinarios “Medicamentos Eficaces y Seguros en Medicina Veterinaria”. San Petersburgo, 2016. –S. 46-47.
Goryacheva M.A., Gushchin Ya.A., Kovaleva M.A., Makarova M.N. Posibilidad de utilizar clorhidrato de lidocaína y cloruro de potasio para la eutanasia de conejos de laboratorio // Materiales del IV Congreso Internacional de Farmacólogos y Toxicólogos Veterinarios “Medicamentos Eficaces y Seguros en Medicina Veterinaria”. San Petersburgo, 2016. –S. 55-56.
Rybakova A.V., Makarova M.N. Mantenimiento y cuidado adecuados de los cerdos enanos para investigaciones preclínicas // Materiales del IV Congreso Internacional de Farmacólogos y Toxicólogos Veterinarios “Medicamentos Eficaces y Seguros en Medicina Veterinaria”. San Petersburgo, 2016. –S. 46-47.
Susoev A.I., Avdeeva O.I., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Experiencia del estudio preclínico de fármacos dispersables por vía oral en hámsteres // Resúmenes de la VII conferencia científica y práctica “Problemas actuales de la evaluación de la seguridad de los fármacos”. Suplemento electrónico de la revista “Sechenovskiy Vestnik”. -2016, núm. 2(24). -CON. 34-35.
Kalatanova A.V., Avdeeva O.I., Makarova M.N., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Vanatiev G.V., Makarov V.G., Karlina M.V., Pozharitskaya O.N. El uso de bolsas en las mejillas de hámster durante estudios preclínicos de fármacos dispersos en la cavidad bucal // Farmacia. -2016, n° 7. -CON. 50-55.
Rybakova A.V., Makarova M.N., Makarov V.G. El uso de conejos en investigaciones preclínicas // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2016, nº 4. –S. 102-106.
Gaidai E.A., Makarova M.N. Uso de degus como animales de laboratorio // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, N° 1. –S. 57-66.
Rybakova A.V., Makarova M.N. Características zootécnicas de la cría de cerdos enanos en viveros experimentales // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, N°1. –S. 66-74.
Makarova M.N., Makarov V.G., Rybakova A.V., Zozulya O.K. Nutrición de animales de laboratorio. Dietas básicas. Mensaje 1. // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, N° 2. –S. 91-105.
Makarova M.N., Makarov V.G., Shekunova E.V. Selección de especies animales para evaluar la neurotoxicidad de sustancias farmacológicas // Revista veterinaria internacional. -2017, N° 2. –S. 106-113.
Rybakova A.V., Makarova M.N. El uso de jerbos para la investigación biomédica // Boletín Veterinario Internacional. -2017, N° 2. –S. 117-124.
Bondareva E.D., Rybakova A.V., Makarova M.N. Características zootécnicas de la cría de cobayas en viveros experimentales // Boletín Veterinario Internacional. -2017, n°3. –S. 108-115.
Gushchin Ya.A., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Anatomía comparada del tracto gastrointestinal superior de animales de experimentación y humanos // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, n°3. –S. 116-129.
Makarova M.N., Makarov V.G. Nutrición de animales de laboratorio. Signos de deficiencia y exceso de proteínas, grasas, carbohidratos y vitaminas. Mensaje 2. // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, n°3. –S. 129-138.
Makarova M.N., Rybakova A.V., Kildibekov K.Yu. Requisitos de iluminación en las instalaciones de un vivero y vivero para animales de laboratorio // Boletín Veterinario Internacional. -2017, n°3. –S. 138-147.
Rybakova A.V., Makarova M.N. El uso de hámsteres en la investigación biomédica // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, n°3. –S. 148-157.
Makarova M.N., Makarov V.G., Rybakova A.V. Nutrición de animales de laboratorio. Signos de deficiencia y exceso de compuestos minerales. Mensaje 3 // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2017, n°4. –S. 110-116.
Muzhikyan A.A., Zaikin K.O., Gushchin Ya.A., Makarova M.N., Makarov V.G. Morfología comparada del hígado y la vesícula biliar de humanos y animales de laboratorio // Boletín Veterinario Internacional. -2017, n° 4. –S. 117-129.
Rybakova A.V., Makarova M.N. El uso de cobayas en la investigación biomédica // International Veterinary Journal. -2018, N°1. –S. 132-137.
Gushchin Ya.A., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Morfología comparada de la parte inferior del tracto gastrointestinal de animales de experimentación y humanos // Boletín Internacional de Medicina Veterinaria. -2018, N° 1. – Pág. 138-150.
Rudenko L., Kiseleva I., Krutikova E., Stepanova E., Rekstin A., Donina S., Pisareva M., Grigorieva E., Kryshen K., Muzhikyan A., Makarova M., Sparrow E.G., Marie-Paule G.T. Justificación de la vacunación con vacunas antigripales vivas atenuadas trivalentes o tetravalentes: eficacia de la vacuna protectora en el modelo del hurón // PLOS ONE. – 2018. – Pág. 1-19.
Rybakova A.V., Makarova M.N., Kukharenko A.E., Vichare A.S., Rueffer F.-R. Requisitos y enfoques existentes para la dosificación de medicamentos en animales de laboratorio // Boletín del Centro Científico de Especialización en Medicamentos. – 2018, 8(4). – págs. 207-217.

animales de laboratorio, animales criados especialmente para investigaciones médicas, veterinarias y biológicas. A tradicional L.zh. incluyen ratones blancos, ratas blancas, varios tipos de hámsteres, cobayas, conejos, gatos, perros; hasta ratas algodoneras no tradicionales, topillos, jerbos, hurones, zarigüeyas, armadillos, monos, minicerdos, miniburros, marsupiales, peces, anfibios, etc. Existe un grupo de aves de laboratorio (pollos, palomas, codornices, etc. .). Excepto L.zh. En los experimentos se utilizan animales domésticos, normalmente ovejas y cerdos. Los productores de sueros inmunitarios y de diagnóstico son caballos, burros, carneros y conejos. También se utilizan de forma experimental muchos invertebrados (gusanos, ácaros, insectos como la Drosophila), así como protozoos.

L.zh. están controlados por indicadores genéticos, ambientales, morfológicos y del estado de salud. Se crían en viveros especiales o en viveros de instituciones científicas. Los no lineales utilizados en el experimento. L.zh. debe tener un alto grado de heterocigosidad. Cuanto menor sea la población cerrada de animales no lineales criados, mayor será el grado de aumento de la endogamia entre ellos. Para la investigación, se utilizan cada vez más animales homocigotos (consanguíneos, lineales) criados sobre la base de una consanguinidad cercana (Fig. 1). Se conocen alrededor de 670 cepas de ratones, 162 cepas de ratas, 16 cepas de cobayas, 66 cepas de hámsteres, 4 cepas de jerbos y 7 cepas de pollos. Cada línea tiene sus propias características en el conjunto de genes, sensibilidad a diversos antígenos y factores de estrés. Los animales lineales se controlan sistemáticamente para determinar su homocigosidad. Al criar L.zh. Los animales lineales se controlan sistemáticamente para determinar su homocigosidad. Al criar L.zh.(vivarios) deben ser muy higiénicos, espaciosos, con un intercambio de aire 10 veces mayor por hora y una humedad del aire del 5065%. En 1 m 2 de superficie se colocan 65 ratones adultos o 240 jóvenes, 20 x 100 ratas, 30 x 40 hámsteres, 15 x 18 cobayas y 3 x 4 conejos. En una jaula no se permite contener más de 15 ratones, 10 ratas, 5 hámsteres y cobayas y 1 conejo. Al menos el 50% del área del vivero se asigna a cuartos de servicio. Para evitar el intercambio de agentes infecciosos, no se permite mantener especies diferentes. L.zh. en la misma habitación o jaula. Los ratones, ratas, cobayas y hámsteres se mantienen principalmente en recipientes de plástico en forma de cono con tapa de malla; conejos, perros, monos y pájaros en jaulas metálicas. Las bandejas y jaulas se colocan en bastidores de 1 x 6 niveles (Fig. 2), equipados con bebederos automáticos y comederos tipo bunker, y se lavan y desinfectan minuciosamente con medios físicos o químicos antes de su uso. Los baños para ratones y ratas se reemplazan semanalmente por otros limpios. La eliminación de la basura y el lavado se llevan a cabo en una sala especial equipada con dispositivos o lavadoras adecuadas. ellos se alimentan L.zh. pienso natural o concentrados briquetados según las necesidades diarias desarrolladas. El pienso en briquetas se coloca en los comederos durante varios días. Sirve L.zh. personal capacitado que haya sido sometido a reconocimiento médico.

L.zh. Son características muchas enfermedades infecciosas: salmonelosis, listeriosis, estafilococosis, viruela, diarrea viral, coriomeningitis linfocítica, coccidiosis, helmintiasis, micosis, infecciones transmitidas por garrapatas, etc. Portador latente (especialmente en ratas) de bacterias y virus patógenos, formas ocultas de enfermedades infecciosas. Se encuentran enfermedades de etiología poco estudiada. Algunas infecciones L.zh. son zooantroponosis. Prevención de enfermedades L.zh. se basa en el estricto cumplimiento de las normas sanitarias e higiénicas, máxima desinfección del medio ambiente (habitaciones, aire, equipos, piensos, ropa de cama, etc.). La producción está organizada en algunos países. L.zh. sin factores patógenos específicos, los llamados animales SPF (ver Animales estériles). Necesidad creciente de L.zh. condujo al surgimiento de la ciencia de L.zh., que incluye genética, ecología, morfología, fisiología, patología y otras secciones, así como la cría especial de animales de laboratorio. En muchos países (EE.UU., Reino Unido, Alemania, Francia, URSS, etc.) existen centros científicos correspondientes, cuyo trabajo está coordinado por el Comité Internacional para la Ciencia de L.zh.(YCLAS).

GOST 33216-2014

Grupo T58

ESTÁNDAR INTERESTATAL

GUÍA PARA LA MANTENIMIENTO Y CUIDADO DE ANIMALES DE LABORATORIO

Pautas para el alojamiento y cuidado de los animales. Disposiciones específicas para roedores y conejos de laboratorio

ISS 13.020.01

Fecha de introducción 2016-07-01

Prefacio

Los objetivos, los principios básicos y el procedimiento básico para realizar trabajos de estandarización interestatal se establecen en GOST 1.0-92 "Sistema de estandarización interestatal. Disposiciones básicas" y GOST 1.2-2009 "Sistema de estandarización interestatal. Estándares, reglas y recomendaciones interestatales para la estandarización interestatal. Normas de desarrollo, adopción, solicitudes, actualizaciones y bajas"

Información estándar

1 DESARROLLADO por la Asociación sin fines de lucro "Asociación de Especialistas en Trabajo con Animales de Laboratorio" (Rus-LASA)

2 PRESENTADO por el Comité Técnico de Normalización TC 339 “Seguridad de materias primas, materiales y sustancias”

3 ADOPTADO por el Consejo Interestatal de Normalización, Metrología y Certificación (protocolo de 22 de diciembre de 2014 N 73-P)


Nombre corto del país por MK (ISO 3166) 004-97		Nombre abreviado del organismo nacional de normalización.
Azerbaiyán		Azestándar
Bielorrusia		Norma estatal de la República de Bielorrusia.
Kazajstán		Gosstandart de la República de Kazajstán
Kirguistán		estándar kirguís
Moldavia		Moldavia-Estándar
Rusia		Rosstandart

4 Por Orden de la Agencia Federal de Regulación Técnica y Metrología del 9 de noviembre de 2015 N 1733-st, la norma interestatal GOST 33216-2014 entró en vigor como norma nacional de la Federación de Rusia el 1 de julio de 2016.

5 Esta norma cumple con el documento internacional Convenio Europeo para la protección de animales vertebrados utilizados con fines experimentales y otros fines científicos (ETS N 123)* (ETS N 123).
________________
* El acceso a los documentos internacionales y extranjeros mencionados aquí y más adelante en el texto se puede obtener siguiendo el enlace al sitio web http://shop.cntd.ru. - Nota del fabricante de la base de datos.

Traducción del inglés (es).

Nivel de conformidad - no equivalente (NEQ)

6 PRESENTADO POR PRIMERA VEZ

La información sobre los cambios a esta norma se publica en el índice de información anual "Normas Nacionales", y el texto de los cambios y modificaciones se publica en el índice de información mensual "Normas Nacionales". En caso de revisión (sustitución) o cancelación de esta norma, el aviso correspondiente se publicará en el índice de información mensual "Normas Nacionales". La información, notificaciones y textos pertinentes también se publican en el sistema de información pública, en el sitio web oficial de la Agencia Federal de Regulación Técnica y Metrología en Internet.

Introducción

Los estados miembros del Consejo de Europa han decidido que su objetivo es la protección de los animales utilizados con fines experimentales y otros fines científicos, lo que garantiza que los posibles dolores, sufrimientos, angustias o daños con consecuencias duraderas para la salud resultantes de los procedimientos, se mantendrán en un mínimo.

El resultado fue la firma y ratificación por la mayoría de los estados miembros del Consejo de Europa (todos los estados de la UE, además de Macedonia, Noruega, Serbia, el Reino Unido de Gran Bretaña e Irlanda del Norte, Suiza) de la Convención para la Conservación sobre animales vertebrados utilizados con fines experimentales u otros fines científicos ETS N 123, Estrasburgo, 18 de marzo de 1986 (en adelante denominado el Convenio).

El Convenio cubre todas las actividades relacionadas con el uso de animales de laboratorio: alojamiento y cuidado de los mismos, realización de experimentos, sacrificio humanitario (eutanasia), emisión de permisos para el uso de animales en procedimientos, control de criadores, proveedores y usuarios, educación y capacitación del personal. , contabilidad estadística. El Convenio tiene dos anexos técnicos que contienen orientación sobre el cuidado y mantenimiento de los animales de laboratorio (Anexo A) y tablas para presentar información estadística sobre el número de animales utilizados con fines científicos (Anexo B).

Al menos una vez cada cinco años, la Convención está sujeta a revisión durante consultas multilaterales de las Partes, realizadas por un grupo de trabajo, con el fin de analizar la conformidad de sus disposiciones con las circunstancias cambiantes y los nuevos datos científicos. Como resultado, se toma la decisión de revisar determinadas disposiciones del Convenio o ampliar su validez.

Durante las consultas, las partes involucran a estados que no son miembros del Consejo de Europa, y también interactúan con organizaciones no gubernamentales que representan los intereses de una serie de especialistas: investigadores, veterinarios, criadores de animales de laboratorio, asociaciones de defensa de los derechos de los animales, especialistas en campo de las ciencias animales, representantes de la industria farmacéutica y otras personas que asisten a las reuniones de los grupos de trabajo en calidad de observadores.

En 1998, los signatarios de la Convención decidieron revisar el Anexo A. El Grupo de Trabajo completó la revisión del Anexo A en su octava reunión (22-24 de septiembre de 2004) y lo presentó a la Consulta Multilateral de las Partes para su aprobación. El 15 de junio de 2006, la Cuarta Consulta Multilateral de las Partes en el Convenio Europeo para la Conservación de Animales Vertebrados Utilizados con Fines Experimentales y Otros Fines Científicos adoptó el Anexo A revisado del Convenio. Este anexo establece requisitos para el alojamiento y cuidado de animales basados en el conocimiento y las buenas prácticas actuales. Explica y completa las principales disposiciones del artículo 5 del Convenio. El objetivo de este anexo es ayudar a las autoridades públicas, instituciones y particulares en sus esfuerzos por alcanzar los objetivos del Consejo de Europa a este respecto.

El capítulo “Parte General” es una guía para la ubicación, mantenimiento y cuidado de todos los animales utilizados con fines experimentales y otros fines científicos. En las secciones correspondientes se proporcionan recomendaciones adicionales para los tipos más utilizados. Si no existe información en dicho apartado, se deberán seguir los requisitos establecidos en la parte general.

Las secciones específicas de cada especie se compilan basándose en recomendaciones de grupos de expertos para trabajar con roedores, conejos, perros, gatos, hurones, primates no humanos, animales de granja, minicerdos, aves, anfibios, reptiles y peces. Los grupos de expertos proporcionaron información científica y práctica adicional, a partir de la cual se formularon recomendaciones.

El Anexo A incluye asesoramiento sobre el diseño de instalaciones de alojamiento para animales (vivarios), así como recomendaciones y directrices para cumplir con los requisitos de la Convención. Sin embargo, los estándares de las instalaciones recomendados son los mínimos aceptables. En algunos casos, puede ser necesario aumentarlos, ya que las necesidades individuales del microambiente pueden diferir significativamente según el tipo de animal, su edad, su condición física, la densidad del alojamiento, el propósito de criar a los animales, por ejemplo, para la reproducción o experimentación, así como la duración de su alojamiento.

El Anexo A revisado entró en vigor 12 meses después de su adopción el 15 de junio de 2007.

Esta norma ha sido desarrollada teniendo en cuenta las regulaciones del Convenio Europeo para la Protección de Animales Vertebrados Utilizados para Experimentos y Otros Fines Científicos (ETS No. 123), en particular el Anexo A y el Artículo No. 5 del Convenio.

La serie GOST "Directrices para el cuidado y mantenimiento de animales de laboratorio" se desarrolló sobre la base e incluye todas las disposiciones del Anexo A de la Convención para la conservación de animales vertebrados utilizados con fines experimentales y otros fines científicos y, por tanto, estos Las normas están armonizadas con los requisitos europeos en este sentido.

1 área de aplicación

Esta norma establece requisitos generales para el alojamiento, mantenimiento y cuidado de roedores y conejos de laboratorio utilizados con fines educativos, experimentales y otros fines científicos.

2 referencias normativas

Esta norma utiliza referencia normativa a la siguiente norma:

GOST 33215-2014 Directrices para el mantenimiento y cuidado de animales de laboratorio. Normas para el equipamiento de locales y organización de procedimientos.

Nota: al utilizar esta norma, es recomendable verificar la validez de las normas de referencia en el sistema de información pública: en el sitio web oficial de la Agencia Federal de Regulación Técnica y Metrología en Internet o utilizando el índice de información anual "Normas Nacionales". , que fue publicado a partir del 1 de enero del año en curso, y sobre los números del índice de información mensual "Normas Nacionales" del año en curso. Si se reemplaza (cambia) el estándar de referencia, al utilizar este estándar debe guiarse por el estándar que lo reemplaza (cambia). Si la norma de referencia se cancela sin sustitución, entonces la disposición en la que se hace referencia a ella se aplica en la parte que no afecta a esta referencia.

3 Términos y definiciones

Esta norma utiliza términos con las definiciones correspondientes, según GOST 33215-2014.

4 Requisitos específicos de cada especie para la cría de roedores

4.1 Introducción

4.1.1 Ratones

El ratón de laboratorio se obtuvo a partir del ratón doméstico salvaje (Mus musculus), un animal excavador y trepador que es predominantemente nocturno y construye nidos para regular las condiciones microambientales, el refugio y la reproducción. Los ratones son muy buenos escaladores, pero son reacios a cruzar espacios abiertos y prefieren permanecer cerca de refugios: paredes u otros objetos. El tipo de organización social de las comunidades de ratones varía y está determinado principalmente por la densidad de población. Los machos reproductivamente activos exhiben un comportamiento territorial pronunciado; las hembras preñadas y lactantes pueden volverse agresivas al defender los nidos. Dado que los ratones, especialmente los albinos, tienen mala vista, dependen en gran medida de su sentido del olfato y dejan marcas de orina en su hábitat. Los ratones también tienen una audición muy aguda y son sensibles a los ultrasonidos. Existen diferencias significativas en el comportamiento de ratones de diferentes cepas.

4.1.2 Ratas

La rata de laboratorio se obtuvo a partir de la rata gris (Rattus norvegicus). Las ratas son animales sociales, evitan los espacios abiertos y utilizan marcas de orina para marcar territorio. Su sentido del olfato y del oído están muy desarrollados y las ratas son especialmente sensibles a los ultrasonidos; La visión diurna es débil, pero en algunas líneas pigmentadas la visión es bastante nítida en condiciones de poca luz. Las ratas albinas evitan niveles de luz superiores a 25 lux (lx). La actividad de las ratas aumenta por la noche. Los animales jóvenes son muy curiosos y a menudo participan en juegos sociales.

4.1.3 Jerbos

El jerbo mongol o del mediodía (Meriones sp.) es un animal social predominantemente nocturno, pero en condiciones de laboratorio permanece activo durante el día. En la naturaleza, los jerbos cavan madrigueras con entradas de túneles para protegerse de los depredadores y, por lo tanto, a menudo exhiben un comportamiento de excavación estereotipado en entornos de laboratorio si no se les proporcionan las condiciones de excavación.

4.1.4 Hámsters

El ancestro salvaje del hámster de laboratorio es Mesocricetus sp. - un animal que lleva un estilo de vida predominantemente solitario. Las hembras de hámster son más grandes y agresivas que los machos y pueden herir gravemente a su pareja. Los hámsters a menudo crean un área de baño separada en su jaula y marcan el territorio con las secreciones de glándulas ubicadas a los lados del cuerpo. Las hembras de hámster suelen comerse a sus crías para reducir el número de crías que tienen.

4.1.5 Conejillos de indias

Los conejillos de indias salvajes (Cavia porcellus) son roedores sociales que se mueven activamente y que nunca cavan hoyos, sino que se instalan en refugios o utilizan los hoyos de otras personas. Los machos adultos pueden ser agresivos entre sí, pero en general la agresión es rara. Los conejillos de Indias tienden a congelarse si escuchan un sonido inesperado. Pueden entrar en pánico como todo un grupo y salir corriendo en respuesta a un movimiento repentino e inesperado. Los conejillos de indias son especialmente sensibles a que los trasladen de un lugar a otro y luego pueden congelarse durante treinta minutos o más.

4.2 Control del hábitat

4.2.1 Ventilación: según GOST 33215-2014, cláusula 4.1.

4.2.2 Temperatura

Los roedores deben mantenerse a una temperatura entre 20°C y 24°C. Cuando se mantienen en grupos, la temperatura en las jaulas con fondo sólido suele ser superior a la temperatura ambiente, e incluso con una buena ventilación puede superarla en 6°C. Los materiales para construir nidos y casas permiten a los animales controlar el microclima de forma independiente. Se debe prestar especial atención al mantenimiento de la temperatura en los sistemas de barrera y en los lugares donde se mantienen animales sin pelo.

4.2.3 Humedad

La humedad relativa en las viviendas de los roedores debe mantenerse entre el 45% y el 65%. La excepción son los jerbos, que deben mantenerse a una humedad relativa del 35-55%.

4.2.4 Iluminación

La iluminación de la jaula debe ser baja. Los estantes de las jaulas deben tener un estante superior oscuro para reducir el riesgo de degeneración de la retina en los animales, especialmente los albinos, mantenidos en el nivel superior de las jaulas. Para observar animales en la oscuridad durante su fase activa, puedes utilizar una luz roja, invisible para los roedores.

4.2.5 Ruido

Dado que los roedores son muy sensibles al ultrasonido y lo utilizan para comunicarse, es necesario minimizar las señales de sonido extrañas en este rango. Los ultrasonidos (superiores a 20 kHz) emitidos por equipos de laboratorio, incluidos grifos que gotean, ruedas de carritos y monitores de computadora, pueden causar comportamientos anormales y problemas reproductivos en los animales. Se recomienda medir periódicamente el nivel de ruido en los alojamientos de animales en un amplio rango de frecuencia y durante un largo período de tiempo.

4.2.6 Requisitos para sistemas de alarma: según GOST 33215-2014, cláusula 4.6.

4.3 Las condiciones y factores que afectan la salud animal se dan en GOST 33215-2014, cláusulas 6.1 y 6.4.

4.4.1 Colocación

Los animales sociales deben mantenerse en grupos permanentes y armoniosos, aunque en algunos casos, por ejemplo, cuando se mantienen juntos ratones, hámsteres o jerbos machos adultos, el alojamiento en grupo es problemático debido a la agresión intraespecífica.

Si existe riesgo de agresión o lesión, los animales pueden mantenerse individualmente. Se debe evitar la perturbación de grupos estables y armoniosos, ya que esto puede causar un estrés muy severo en los animales.

4.4.2 Enriquecimiento del hábitat

Las jaulas y los materiales utilizados para el enriquecimiento ambiental deben permitir que los animales muestren un comportamiento normal y reducir la probabilidad de que ocurran situaciones de conflicto.

Los materiales de cama y de nidificación, así como el refugio, son componentes importantes del hábitat de los roedores utilizados para la reproducción, el mantenimiento de colonias o la experimentación. Deberán estar presentes en la jaula en todo momento, salvo que esto sea contrario a consideraciones veterinarias o comprometa el bienestar de los animales. Si es necesario retirar dichos materiales de las jaulas, debe hacerse consultando con el personal de cuidado de animales y una persona competente con responsabilidades de asesoramiento sobre bienestar animal.

El material de construcción de nidos debe permitir que los animales creen un nido completo y cerrado. Si esto no es posible, se debe proporcionar a los animales casas-nido. El material de cama debe absorber la orina y ser utilizado por los animales para dejar marcas de orina. Los materiales para hacer nidos son esenciales para ratones, ratas, hámsteres y jerbos, ya que les permiten crear un microambiente adecuado para el descanso y la reproducción. Los nidos y otros refugios son importantes para los conejillos de indias, los hámsteres y las ratas.

A los conejillos de indias siempre se les deben dar materiales como heno para masticar y esconderse.

Los palitos de madera para masticar se pueden utilizar como enriquecimiento del hábitat de todos los roedores de laboratorio.

Los representantes de la mayoría de las especies de roedores intentan dividir la jaula en varias zonas: para consumir y almacenar alimentos, descansar y orinar. Esta separación puede basarse en una marca olfativa en lugar de una barrera física, pero las barreras parciales pueden, no obstante, ser útiles porque permiten a los animales iniciar contacto con sus compañeros de jaula o evitarlos. Para agregar complejidad a su entorno, se recomienda encarecidamente utilizar objetos adicionales. Tubos, cajas y soportes para trepar son ejemplos de estructuras utilizadas con éxito para los roedores. Además, te permiten aumentar el área utilizable de la celda.

Los jerbos necesitan más espacio que otras especies de roedores. El área de la jaula debe permitirles construir y/o utilizar madrigueras del tamaño adecuado. Los jerbos requieren una capa gruesa de lecho para cavar, anidar y excavar, que debe tener hasta 20 cm de largo.

Se deben utilizar jaulas traslúcidas o de colores claros para proporcionar una visión clara de los animales sin molestarlos.

Los mismos principios con respecto a la calidad y cantidad de espacio, materiales de enriquecimiento ambiental y otros requisitos establecidos en este documento deben aplicarse a los sistemas de barrera, como los sistemas de jaulas con ventilación individual (IVC), aunque sus características de diseño pueden requerir modificaciones en la implementación de lo anterior. principios.

4.4.3 Vallado: dimensiones y estructura del suelo

Las jaulas deberían estar fabricadas con materiales fáciles de limpiar y diseñadas para permitir realizar observaciones sin molestar a los animales.

Una vez que los animales jóvenes se vuelven activos, requieren proporcionalmente más espacio que los adultos.

4.4.3.1 Dimensiones

En esta y en las siguientes tablas que presentan pautas para el alojamiento de roedores, la “altura de la jaula” se refiere a la distancia entre el piso y la parte superior de la jaula, y se requiere que más del 50% del área mínima de la jaula esté a esta altura antes de agregar materiales para crear un entorno rico en estímulos (enriquecimiento ambiental).

Al planificar los procedimientos, es necesario tener en cuenta el crecimiento de los animales para proporcionarles suficiente espacio habitable (como se detalla en las Tablas 1 a 5) durante todo el período del estudio.

4.4.3.2 Estructura del piso

Es preferible un suelo macizo con contrapiso o suelo perforado a suelos de rejilla o de rejilla. En caso de utilizar jaulas con suelo de rejilla o de rejilla, los animales deberán disponer, si esto no contradice las condiciones del experimento, de zonas del suelo sólidas o cubiertas con ropa de cama para que descansen. Para las cobayas, las barras transversales pueden ser una alternativa. Está permitido no utilizar material de cama al aparear animales.

Los pisos de malla pueden causar lesiones graves y deben inspeccionarse cuidadosamente para detectar piezas sueltas y bordes afilados y retirarse de inmediato.

Las hembras al final del embarazo, durante el parto y la alimentación de sus crías deben mantenerse exclusivamente en jaulas con fondo sólido y material de cama.

Tabla 1 - Ratones: tamaños mínimos de jaula (recinto)


	Mín. tamaño, cm	Área/animal, cm	Mín. altura, centímetros
En la colonia y durante los experimentos.



Cría
	Para parejas monógamas (exógamas o endogámicas) o tríadas (endogámicas). Por cada adicional hembras con camada se deben agregar 180 cm
En la colonia de criadores* Superficie del suelo de la jaula 950 cm.
Superficie del suelo de la jaula 1500 cm.
* Durante un breve período después del destete, los ratones pueden alojarse en grupos de mayor densidad, siempre que estén alojados en jaulas grandes con un entorno suficientemente enriquecido, siempre y cuando no haya signos de alteración de su bienestar, como un aumento de la agresividad, una mayor morbilidad y mortalidad. y estereotipias y otras alteraciones del comportamiento normal, pérdida de peso u otras reacciones fisiológicas o conductuales causadas por el estrés.

Tabla 2 - Ratas: tamaños mínimos de jaula (cerca)


	Mín. tamaño, cm	Área/animal, cm	Mín. altura, centímetros
En la colonia y durante los experimentos*




Cría
	Hembra con camada; por cada adicional se debe agregar rata adulta 400 cm
En la colonia de criadores** Jaula - 1500 cm



En la colonia de criadores** Jaula - 2500 cm


* En estudios a largo plazo, se debe proporcionar a los animales jaulas de tamaño adecuado para permitirles alojarse en grupos sociales. Dado que en tales estudios es difícil predecir la densidad de la colonia al final del experimento, es aceptable albergar a los animales en condiciones con un área por animal menor que la indicada anteriormente. En este caso, se debe dar prioridad a la coherencia del grupo. ** Durante un breve período después del destete, los cachorros pueden alojarse en grupos de mayor densidad, siempre que estén alojados en jaulas grandes con un ambiente suficientemente enriquecido, siempre y cuando no haya signos de alteración de su bienestar, como aumento de la agresividad, aumento de la morbilidad y mortalidad y la aparición de estereotipos y otras alteraciones del comportamiento normal, pérdida de peso u otras reacciones fisiológicas o conductuales causadas por el estrés.

Tabla 3 - Jerbos: tamaños mínimos de jaulas (cercas)


	Mín. tamaño, cm	Área/animal, cm	Mín. altura, centímetros
En la colonia (en stock) y durante los experimentos.

Cría
	Para parejas monógamas o tríadas con camada

Tabla 4 - Hámsters: tamaños mínimos de jaulas (vallas)


	Mín. tamaño, cm	Área/animal, cm	Mín. altura, centímetros
En la colonia y durante los experimentos.


Cría
	Hembras o parejas monógamas con camada.
En la colonia de criadores*
* Durante un breve período después del destete, los hámsteres pueden alojarse en grupos de mayor densidad, siempre que estén alojados en jaulas grandes con un ambiente suficientemente enriquecido, siempre y cuando no haya signos de alteración de su bienestar, como aumento de la agresividad, aumento de la morbilidad y mortalidad, y estereotipias y otras alteraciones del comportamiento normal, pérdida de peso u otras reacciones fisiológicas o conductuales causadas por el estrés.

Tabla 5 - Conejillos de indias: tamaños mínimos de jaula (cerca)


	Mín. tamaño, cm	Área/animal, cm	Mín. altura, centímetros
En la colonia y durante los experimentos.




Cría
	Se empareja con basura; por cada adicional a las hembras se les deben agregar 1000 cm

4.4.4 Alimentación: según GOST 33215-2014, cláusula 6.6.

4.4.5 Riego: según GOST 33215-2014, cláusula 6.7.

4.4.6 Ropa de cama, material nido y absorbente: según GOST 33215-2014, cláusula 6.8.

4.4.7 Limpieza de las jaulas

Aunque se deben mantener altos estándares de higiene, puede ser aconsejable dejar algunas marcas de olor en los animales. Se debe evitar limpiar las jaulas con demasiada frecuencia, especialmente cuando se mantienen hembras preñadas o hembras con crías, ya que la alteración puede hacer que la hembra se coma a las crías o altere su comportamiento maternal.

La frecuencia de la limpieza de las jaulas debe decidirse en función del tipo de jaula utilizada, la especie de animal, la densidad de la colonia y la capacidad de los sistemas de ventilación para mantener una calidad adecuada del aire interior.

4.4.8 Manejo de animales

Debes esforzarte por causar la mínima molestia a los animales y no alterar las condiciones de su detención, lo cual es especialmente importante para los hámsteres.

4.4.9 Eutanasia: según GOST 33215-2014, cláusula 6.11.

4.4.10 Mantenimiento de registros: de acuerdo con GOST 33215-2014, cláusula 6.12.

4.4.11 Identificación: según GOST 33215-2014, cláusula 6.13.

5 requisitos específicos de cada especie para tener conejos

5.1 Introducción

En condiciones naturales, los conejos (Oryctolagus cuniculi) viven en colonias. Cuando se les mantiene en cautiverio, se les debe proporcionar suficiente espacio y un entorno enriquecido, cuya falta puede provocar la pérdida de la actividad motora normal y la aparición de anomalías esqueléticas.

5.2 Control del hábitat

5.2.1 Ventilación: según GOST 33215-2014, cláusula 4.1.

5.2.2 Temperatura

Los conejos deben mantenerse a una temperatura entre 15°C y 21°C. La temperatura en recintos con fondo sólido, donde se guarda un grupo de conejos, suele ser superior a la temperatura ambiente e incluso con un sistema de ventilación que funcione bien puede superarla en 6°C.

Los materiales para construir nidos y/o casas brindan a los animales la oportunidad de controlar el microclima de forma independiente. Se debe prestar especial atención a las lecturas de temperatura en los sistemas de barrera.

5.2.3 Humedad

La humedad relativa del aire en las instalaciones para la cría de conejos no debe ser inferior al 45%.

5.4.1 Colocación

Los conejos jóvenes y las hembras deben mantenerse en grupos armoniosos. El régimen de aislamiento es aceptable si los motivos son el bienestar animal o consideraciones veterinarias. La decisión de albergar animales solos con fines experimentales debe tomarse en consulta con el personal de cuidado de animales y una persona responsable con poderes de asesoramiento sobre la condición física y mental de los animales. Los machos adultos no esterilizados pueden ser territorialmente agresivos y no deben mantenerse con otros machos no esterilizados. Para la cría en grupo de conejas jóvenes y adultas, los corrales de suelo con un hábitat rico han demostrado ser excelentes. Sin embargo, el grupo debe ser monitoreado de cerca para prevenir posibles agresiones. Los compañeros de camada que viven juntos desde el momento en que son destetados de su madre son ideales para el alojamiento grupal. En los casos en que no sea posible mantener grupos en grupo, los animales deben mantenerse lo más cerca posible unos de otros, dentro de la vista.

5.4.2 Enriquecimiento del hábitat

Los materiales adecuados para enriquecer el entorno de un conejo incluyen forraje, bloques de heno o palitos para masticar y estructuras para proporcionar refugio.

En los corrales de suelo para alojamiento en grupo se deberá prever la colocación de barreras de separación y estructuras de refugio que permitan observar a los animales desde allí. Durante la reproducción, los conejos deben recibir material para anidar y cajas de parto.

5.4.3 Vallado: dimensiones y estructura del suelo

Se debe dar preferencia a las jaulas rectangulares, que deben tener una superficie elevada que no supere el 40% de la superficie total del suelo. El estante debe permitir que los animales se sienten y se acuesten, así como moverse libremente debajo de él. Aunque la altura de la jaula debe permitir que el conejo se siente sin que las puntas de sus orejas elevadas toquen el techo, el mismo requisito no se aplica a una plataforma elevada. Si existen suficientes razones científicas o veterinarias para no colocar un estante de este tipo en la jaula, entonces el área de la jaula debería ser un 33 % más grande para un conejo y un 60 % más grande para dos conejos. Siempre que sea posible, los conejos deben mantenerse en corrales.

5.4.3.1 Dimensiones

Tabla 6 - Conejos de más de 10 semanas: dimensiones mínimas de las cercas


	Mín. área para 1-2 animales socialmente adecuados entre sí, cm	Mín. altura, centímetros

Los datos de la Tabla 6 se aplican tanto a jaulas como a recintos. Las jaulas deben tener una plataforma elevada (ver Tabla 9). Los recintos deben estar equipados con barreras de separación que permitan a los animales iniciar o evitar el contacto social. Por cada 3º a 6º conejo colocado en el recinto, se deben agregar 3000 cm al área del recinto, y para cada uno posterior, 2500 cm.

Tabla 7 - Coneja con cachorros: dimensiones mínimas de valla


Peso hembra, kg	Mín. tamaño, cm	Espacio adicional para nidos, cm	Mín. altura, centímetros

Al menos 3-4 días antes de dar a luz, se debe proporcionar a la hembra un compartimento separado o una caja de maternidad en la que pueda construir un nido. Es mejor si la caja de maternidad se coloca fuera del lugar donde se guarda constantemente a la hembra. También debes proporcionarle paja u otro material para hacer un nido. La cerca para la cría de conejos debe organizarse de tal manera que la hembra pueda alejarse de sus conejos adultos capaces de abandonar el nido en un compartimento separado, refugio o área elevada. Después del destete, los conejos de la misma camada deben mantenerse juntos el mayor tiempo posible en el mismo recinto donde nacieron.

Se pueden mantener hasta ocho compañeros de camada en el recinto de cría hasta que tengan siete semanas de edad. Se pueden mantener cinco compañeros de camada de 8 a 10 semanas de edad en el área de recinto mínima permitida.

Tabla 8 - Conejos menores de 10 semanas de edad: dimensiones mínimas de las cercas


Edad, semanas	Mín. tamaño de la jaula, cm	Mín. área/animal, cm	Mín. altura, centímetros

Los datos de la Tabla 8 se aplican tanto a jaulas como a recintos. Los recintos deben estar equipados con barreras de separación que permitan a los animales iniciar o evitar el contacto social. Después del destete, los compañeros de camada deben permanecer juntos el mayor tiempo posible en el mismo recinto donde nacieron.

Tabla 9 - Conejos mayores de 10 semanas de edad: dimensiones óptimas de una plataforma elevada en recintos que tengan las dimensiones indicadas en la Tabla 6.


Edad, semanas	Tamaño óptimo del sitio, sms	Altura óptima de la plataforma desde el suelo de la jaula, cm

Para garantizar el correcto uso de la plataforma elevada y de la valla en general, en la Tabla 9 se muestran las dimensiones y altura óptimas a las que se ubica la plataforma. Se permite una desviación de hasta el 10% en la dirección de disminuir o aumentar las dimensiones especificadas. Si existen suficientes razones científicas o veterinarias para no colocar dicho estante en el recinto, entonces el área del recinto debe ser un 33% más grande para un conejo y un 60% más grande para dos conejos para proporcionarles espacio para su normal desarrollo. actividad física y la capacidad de evitar el contacto con un individuo dominante.

Para conejos que no tengan más de 10 semanas de edad, las dimensiones óptimas de una plataforma elevada son 55 cm25 cm, y su altura sobre el suelo debe permitir que los animales utilicen tanto la plataforma como el espacio debajo de ella.

5.4.3.2 Fondo de celda

No se deben utilizar cercas con suelo de rejilla sin proporcionar un área suficiente para que todos los animales descansen al mismo tiempo. Los suelos macizos con contrapiso o suelos perforados son mejores que los suelos de rejilla o de malla.
ISS 13.020.01

Palabras clave: animales de laboratorio, roedores, conejos.

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M.: Informe estándar, 2016