Właściwości enzymów
1. Zależność szybkości reakcji od temperatury
Opisano zależność aktywności enzymu (szybkości reakcji) od temperatury krzywa dzwonowa z maksymalną prędkością przy wartościach optymalna temperatura dla danego enzymu. Wzrost szybkości reakcji w miarę zbliżania się do optymalnej temperatury tłumaczy się wzrostem energii kinetycznej reagujących cząsteczek.
Temperaturowa zależność szybkości reakcji
Prawo 2-4-krotnego wzrostu szybkości reakcji przy wzroście temperatury o 10°C obowiązuje również dla reakcji enzymatycznych, ale tylko w zakresie do 55-60°C, tj. do temperatur denaturacja białka. Wraz ze spadkiem temperatury aktywność enzymów maleje, ale nie zanika całkowicie.
Wyjątkiem są enzymy niektórych mikroorganizmów występujących w wodach gorących źródeł i gejzerów, których optymalna temperatura zbliża się do temperatury wrzenia wody. Przykładem słabej aktywności w niskich temperaturach jest hibernacja niektórych zwierząt (suskromy, jeże), których temperatura ciała spada do 3-5°C. Ta właściwość enzymów wykorzystywana jest również w praktyce chirurgicznej podczas operacji w jamie klatki piersiowej, kiedy pacjent jest schładzany do 22°C.
Enzymy mogą być bardzo wrażliwe na zmiany temperatury:
- Koty syjamskie mają czarną kufę, końce uszu, ogon, łapy. W tych obszarach temperatura jest tylko o 0,5°C niższa niż w centralnych obszarach ciała. Ale to pozwala na działanie enzymu, który tworzy pigment w mieszkach włosowych, przy najmniejszym wzroście temperatury enzym jest inaktywowany,
- sytuacja odwrotna – gdy temperatura otoczenia u zająca spada, enzym pigmentotwórczy jest inaktywowany i zając uzyskuje białą sierść,
- białko przeciwwirusowe interferon zaczyna być syntetyzowany w komórkach dopiero, gdy temperatura ciała osiągnie 38°C,
Istnieją również wyjątkowe sytuacje:
- dla większości ludzi wzrost temperatury ciała o 5°C (do 42°C) jest nie do pogodzenia z życiem ze względu na brak równowagi w szybkości reakcji enzymatycznych. Jednocześnie u niektórych sportowców stwierdzono, że podczas biegu maratońskiego temperatura ich ciała wynosiła około 40°C, maksymalna zarejestrowana temperatura ciała wynosiła 44°C.
2. Zależność szybkości reakcji od pH
Opisano również zależność krzywa dzwonowa z maksymalną prędkością o godz optymalny dla tego enzymu wartość PH.
Ta cecha enzymów jest niezbędna dla organizmu w jego adaptacji do zmieniających się warunków zewnętrznych i wewnętrznych. Zmiany wartości pH na zewnątrz i wewnątrz komórki odgrywają rolę w patogenezie chorób poprzez zmianę aktywności enzymów różnych szlaków metabolicznych.
Dla każdego enzymu istnieje pewien wąski zakres pH pożywki, który jest optymalny dla manifestacji jego najwyższej aktywności. Na przykład optymalne wartości pH dla pepsyny wynoszą 1,5-2,5, trypsyny 8,0-8,5, amylazy ślinowej 7,2, arginazy 9,7, kwaśnej fosfatazy 4,5-5,0, dehydrogenazy bursztynianowej 9,0.
Zależność szybkości reakcji od wartości pH
Zależność aktywności od kwasowości podłoża tłumaczy się obecnością w strukturze enzymu aminokwasów, których ładunek zmienia się wraz ze zmianą pH (glutaminian, asparaginian, lizyna, arginina, histydyna). Zmiana ładunku rodników tych aminokwasów prowadzi do zmiany ich oddziaływania jonowego podczas tworzenia trzeciorzędowej struktury białka, zmiany jego ładunku i pojawienia się innej konfiguracji centrum aktywnego, a co za tym idzie , substrat wiąże się lub nie wiąże z centrum aktywnym.
Mogą również wystąpić zmiany aktywności enzymów wraz ze zmianą pH adaptacyjny Funkcje. Na przykład w wątrobie enzymy glukoneogenezy wymagają niższego pH niż enzymy glikolizy, co z powodzeniem łączy się z zakwaszeniem płynów ustrojowych podczas postu lub wysiłku fizycznego.
Dla większości ludzi zmiany pH krwi powyżej 6,8-7,8 (w tempie 7,35-7,45) są nie do pogodzenia z życiem z powodu braku równowagi w szybkości reakcji enzymatycznych. Jednocześnie u niektórych maratończyków wykazano spadek pH krwi pod koniec dystansu do 6,8-7,0. A jednak nadal pracowali!
3. Zależność od ilości enzymu
Wraz ze wzrostem liczby cząsteczek enzymu szybkość reakcji wzrasta w sposób ciągły i jest wprost proporcjonalna do ilości enzymu, ponieważ więcej cząsteczek enzymu wytwarza więcej cząsteczek produktu.
KINETYKA REAKCJI ENZYMATYCZNEJ
bada wzorce przepływu w czasie p-tionów enzymatycznych oraz ich mechanizm; rozdział Kinetyka chemiczna.
katalityczny cykl konwersji in-va S (substrat) do produktu P pod działaniem enzymu E przebiega z utworzeniem produktu pośredniego. połączenie X I:
Gdzie ki- stałe szybkości poszczególnych etapów elementarnych,
tworzenie kompleksu enzym-substrat X 1 (ES, kompleks Michaelisa).
Przy danym t-re szybkość p-tionu zależy od stężenia enzymu, substratu i składu pożywki. Rozróżnia się kinetykę stacjonarną, przedstacjonarną i relaksacyjną p-tionów enzymatycznych.
Kinetyka stacjonarna. W stanie stacjonarnym na pośrednim Comm. (dX I/dt= 0, ja = 1, ..., N) iz nadmiarem substratu , gdzie [S] 0 i [E] 0 to odpowiednio stężenia początkowe. substratu i enzymu, kinetyka procesu charakteryzuje się stałym, niezmiennym w czasie poziomem stężeń pomiędzy nimi. komp. i wyrażenie na szybkość procesu w 0, tzw początkowa prędkość stacjonarna ma postać (równanie Michaelisa-Mentena):
(1)
gdzie wartości k cat i K m -> funkcje stałych szybkości stopni elementarnych i są dane równaniami:
Wartość k kat
zwany wydajny katalizator. stała szybkości procesu, parametr K m -> stała Michaelisa. Wartość k kat
określone ilościami maks. powolne stopnie katalityczne. dzielnice i czasami tzw. liczba obrotów enzymu (układ enzymatyczny); k kot
charakteryzuje liczbę katalityczną. cykli wykonywanych przez układ enzymatyczny w jednostce czasu. Naib. wspólny, mający wartość k cat. dla konkretnego. podłoża w zakresie 10 2 -10 3 s -1 . Typowe wartości stałej Michaelisa mieszczą się w przedziale 10 -3 - 10 -4 M.
Przy wysokich stężeniach substratu, kiedy to szybkość p-tionu nie zależy od stężenia substratu i osiąga stałą wartość, tzw. Maks. prędkość. Graficznie równanie Michaelisa-Mentena jest hiperbolą. Można to zlinearyzować metodą podwójnych odwrotności (metoda Lineweavera-Burka), czyli budując zależność 1/v od 1/[S] 0 , lub innymi metodami. Postać liniowa równania (1) ma postać:
(2)
Pozwala na graficzne określenie wartości Km i vmax (rys. 1).
Ryż. 1. Wykres transformacji liniowej równania Michaelisa - Mentena w podwójnych odwrotnościach (wg Lineweavera - Burke'a).
Wartość K m > liczbowo równe stężeniu substratu, przy którym szybkość p-tion jest zatem równa Km często służy jako miara powinowactwa substratu i enzymu, ale jest to prawdziwe tylko wtedy, gdy
Wielkie ilości K m > I zmieniać się w zależności od wartości pH. Wynika to ze zdolności grup cząsteczki enzymu biorących udział w katalizie do zmiany stanu jonizacji, a tym samym katalitycznego. efektywność. W najprostszym przypadku zmiana pH prowadzi do protonowania lub deprotonowania co najmniej dwóch jonizowalnych grup enzymu biorącego udział w katalizie. Jeśli w tym przypadku tylko jedna forma kompleksu enzym-substrat (na przykład ESH) z trzech możliwych (ES, ESH i ESH 2) jest w stanie przekształcić się w produkt w postaci roztworu, wówczas opisano zależność szybkości od pH przez f-loy:
Gdzie f= 1 + / I F" = 1 +
+ K" b/>-T. zwany Funkcje pH Michaelisa i K a, K b I K" a, K" b -> odpowiednio stałe jonizacji grupy a i b . bezpłatny enzym i kompleks enzym-substrat. we współrzędnych lg - pH zależność tę przedstawiono na ryc. 2, a styczne nachyleń stycznych do rosnącej, niezależnej od pH i malejącej gałęzi krzywej powinny wynosić odpowiednio +1, 0 i -1. Z takiego wykresu można określić wartości RK a grupy biorące udział w katalizie.
Ryż. 2. Zależność katalizatora stałych od pH do logarytmicznej. współrzędne.
Szybkość enzymatycznego p-tionu nie zawsze podlega równaniu (1). Jeden z najczęstszych przypadków - udział w okręgu allosterycznym. enzymy (tzw regulatory enzymów) dla to-rykh zależność stopnia nasycenia enzymu od [S] 0 nie jest hiperboliczna. znak (ryc. 3). Zjawisko to wynika z kooperatywności wiązania substratu, tj. gdy wiązanie substratu z jednym z miejsc makrocząsteczki enzymu zwiększa (kooperatywność dodatnia) lub zmniejsza (kooperatywność ujemna) powinowactwo do substratu innego miejsca.
Ryż. H Zależność stopnia nasycenia enzymu substratem od stężenia substratu przy dodatniej (I) i ujemnej (II) kooperatywności oraz przy jej braku (III).
Kinetyka prestacjonarna. Przy szybkim mieszaniu roztworów enzymów i substratów w przedziale czasu 10 -6 -10 -1 s można zaobserwować procesy przejściowe, które poprzedzają powstanie stabilnego stanu stacjonarnego. W tym trybie przedstacjonarnym, przy użyciu dużego nadmiaru podłoża, układ różnicowy. ur-tion, opisujący kinetykę procesów, jest liniowy. Rozwiązanie tego typu układu różniczek liniowych. ur-tion jest sumą wyrazów wykładniczych. Tak dla kinetyki przedstawionym powyżej schemacie kinetyka kumulacji produktu ma postać:
gdzie ja ->, b i n -> funkcje elementarnych stałych szybkości; - korzenie odpowiedniej cechy. ur-cja.
Odwrotność , tzw. Charakterystyka czas przetwarzania:
Dla p-tionu, płynącego z udziałem pośredniego. Comm., Możesz stać się charakterystyczny. czasy.
Badanie kinetyki okręgu enzymatycznego w trybie przedstacjonarnym pozwala zorientować się w szczegółowym mechanizmie katalitycznym. cyklu i wyznaczyć stałe szybkości elementarnych etapów procesu.
Eksperymentalnie kinetykę roztworu enzymatycznego w trybie przedstacjonarnym bada się metodą zatrzymanego strumienia (patrz rys. metody kinetyki odrzutowej), pozwalając na mieszanie składników dzielnicy w ciągu 1 ms.
Kinetyka relaksacji. Przy szybkim oddziaływaniu zaburzającym na układ (zmiany t-ry, ciśnienia, pól elektrycznych) czas potrzebny układowi do osiągnięcia nowego stanu równowagi lub stacjonarnego zależy od szybkości procesów determinujących katalitykę. cykl enzymatyczny.
Układ równań opisujących kinetykę procesu jest liniowy, jeśli odchylenie od położenia równowagi jest małe. Rozwiązanie układu prowadzi do zależności stężeń składników rozkładu. etapy procesu w postaci sumy wyrazów wykładniczych, których wykładniki mają charakter czasów relaksacji. Wynikiem badań jest widmo czasów relaksacji odpowiadające liczbie interwałów. Kom. zaangażowany w proces. Czasy relaksacji zależą od stałych szybkości elementarnych etapów procesów.
Metody relaksacyjne kinetyki pozwalają na wyznaczenie stałych szybkości poszczególnych elementarnych etapów przemian półproduktów. Metody badania kinetyki relaksacji są różne. rozdzielczość: absorpcja ultradźwięków - 10 -6 -10 -10
s, skok temperatury - 1O -4 -10 -6 s, metoda elektryczna. impuls - 10 -4 -10 -6 s, skok ciśnienia - 10 -2 s. W badaniu kinetyki p-tionów enzymatycznych zastosowanie znalazła metoda skoku temperatury.
Makrokinetyka procesów enzymatycznych. Opracowanie metod otrzymywania katalizatorów heterogenicznych poprzez immobilizację enzymów na rozkładzie. medialne (zob Immobilizowane enzymy) wymusiły analizę kinetyki procesów z uwzględnieniem przenoszenia masy podłoża. Zbadano teoretycznie i eksperymentalnie prawidłowości kinetyki p-tionów, uwzględniając wpływ warstwy dyfuzyjnej oraz dla układów z trudnościami intradyfuzyjnymi w dystrybucji enzymu wewnątrz nośnika.
W warunkach, w których na kinetykę procesu wpływa transfer dyfuzyjny substratu, katalityczny. wydajność systemu spada. Współczynnik wydajności jest równy stosunkowi gęstości przepływu produktu w warunkach przepływu dzielnicy enzymatycznej przy zmniejszonym dyfuzyjnie stężeniu substratu do przepływu, który mógłby być zrealizowany przy braku ograniczeń dyfuzji. W obszarze czysto dyfuzyjnym, gdy szybkość procesu jest określona przez przenoszenie masy substratu, współczynnik wydajności dla systemów z zewnętrznym hamowaniem dyfuzji jest odwrotnie proporcjonalny do modułu dyfuzji:
Gdzie
grubość warstwy dyfuzyjnej, D - współczynnik. dyfuzja podłoża.
Dla układów ze spowolnieniem wewnątrzdyfuzyjnym w p-tionach pierwszego rzędu
gdzie F T- moduł bezwymiarowy (moduł Thiele).
Podczas analizy kinetyki prawidłowości w reaktorach fermentacyjnych szeroko teoretyczne. i eksperymentuj. opracowano „idealne” modele reaktorów, reaktor przepływowy (reaktor przepływowy o idealnym mieszaniu), reaktor przepływowy o idealnej wyporności i reaktor membranowy.
Kinetyka procesów polienzymatycznych. W organizmie (komórki) enzymy nie działają w izolacji, ale katalizują łańcuchy przemian cząsteczek. R-tion w układach polienzymatycznych z kinetyką. punkty widzenia można uznać za spójne. procesy, specyficzne cechą to-rykh są enzymy każdego z etapów:
Gdzie ,
odp. max, prędkość procesu i stała Michaelisa I odpowiednio etap powiatu.
Ważną cechą procesu jest możliwość powstania stabilnego stanu stacjonarnego. Warunkiem jej wystąpienia może być nierówność > v 0 , gdzie v 0 jest szybkością etapu granicznego, charakteryzującą się najmniejszą stałą szybkości i tym samym wyznaczającą szybkość całej sekwencji. proces. W stanie stacjonarnym stężenie metabolitów po fazie granicznej jest mniejsze niż stała Michaelisa odpowiedniego enzymu.
Konkretny grupa systemów polienzymatycznych składa się z systemów, które przeprowadzają regenerację utleniającą. p-tion z udziałem białkowych nośników elektronów. Przewoźnicy tworzą specyficzną formę. struktury, kompleksy o deterministycznej sekwencji przeniesienia elektronu. Kinetyczny opis takich układów traktowany jest jako niezależna zmienna stanu obwodów z rozkładem. stopień zagęszczenia elektronów.
Aplikacja. F.r. szeroko stosowany w praktyce badawczej do badania mechanizmów działania enzymów i układów enzymatycznych. Praktycznie istotnym obszarem nauki o enzymach jest enzymologia inżynierska, operuje koncepcjami F. r. do optymalizacji biotechnologii. procesy.
Oświetlony.: Poltorak O. M., Chukhrai E. S., Fizyczne i chemiczne podstawy katalizy enzymatycznej, M., 1971; Berezin IV, Martinek K, Podstawy chemii fizycznej katalizy enzymatycznej, M., 1977; Varfolomeev S. D., Zaitsev S. V., Metody kinetyczne w badaniach biochemicznych, M .. 1982. SD Varfolomeev.
Encyklopedia chemiczna. - M .: Sowiecka encyklopedia. wyd. IL Knunyants. 1988 .
Zobacz, czym jest „KINETYKA REAKCJI ENZYMATYWNEJ” w innych słownikach:
katalityczny cykliczny. proces składający się z szeregu elementarnych racji, których prędkości opisuje działające prawo masowe. Prawo to ma prostą postać dla idealnych mieszanin gazów, idealnych fos i idealnych warstw powierzchniowych. ... ... Encyklopedia chemiczna
Kinetyka reakcji chemicznych, doktryna procesów chemicznych, prawa ich przebiegu w czasie, prędkości i mechanizmy. Najważniejsze dziedziny współczesnej chemii i chemii…… związane są z badaniem kinetyki reakcji chemicznych. Wielka radziecka encyklopedia
KINETYKA CHEMIA- (z gr. ruch kinesis), dział chemii teoretycznej poświęcony badaniu praw chemii. reakcje. Istnieje kilka rodzajów chemii. oddziaływań, a przede wszystkim odróżnić reakcje zachodzące w jednorodnym (homogenicznym) ośrodku od reakcji, które ... ... Wielka encyklopedia medyczna
- (biokataliza), przyspieszenie biochemiczne. racje z udziałem makrocząsteczek białkowych zwanych enzymami (enzymami). F. do rodzaju katalizy, chociaż termin fermentacja (fermentacja) znany był od czasów starożytnych, kiedy nie było pojęcia chemicznego. kataliza. Pierwszy… … Encyklopedia chemiczna
- (z łac. przedrostek re, oznaczający działanie odwrotne i działanie działania), przekształcenie niektórych in (związków początkowych) w inne (produkty reakcji) przy niezmienności jąder atomów (w przeciwieństwie do reakcji jądrowych). Początkowe połączenia w R.x. Czasami nazywany ... ... Encyklopedia chemiczna
- (od łac. fermentum zakwas) (enzymy), białka pełniące rolę katalizatorów w organizmach żywych. Główny funkcje F. przyspieszają przemianę w, wprowadzanie do organizmu i powstają podczas metabolizmu (odnowa struktur komórkowych, zapewnienie jej ... Encyklopedia chemiczna
- (od greckiego pharmakon medycyna i kinetikos wprawiony w ruch), studiuje kinetykę. wzorce procesów zachodzących z lek. CFD w organizmie. Główny farmakokinetyczny. procesy: wchłanianie, dystrybucja, metabolizm i wydalanie (wydalanie). ... ... Encyklopedia chemiczna
Wykład nr 6
Podstawy katalizy enzymatycznej.
Krótka historia badań nad kinetyką reakcji enzymatycznych. Zależność szybkości reakcji enzymatycznej od temperatury, pH, stężenia enzymu i stężenia substratu. Wyprowadzenie równania Michaelisa-Mentena. aktywność enzymatyczna. Stała katalityczna to liczba obrotów enzymu. Maksymalna szybkość reakcji enzymatycznej (Vmax). Stała dysocjacji kompleksu enzym-substrat (K s). Stała Michaelisa-Mentena (Km).
Krótka historia badań nad kinetyką reakcji enzymatycznych.
Kinetyka enzymatyczna bada wzorce wpływu charakteru chemicznego reagujących substancji (enzymów, substratów) i warunków ich oddziaływania (stężenie, pH środowiska, temperatura, obecność aktywatorów lub inhibitorów) na szybkość reakcji enzymatycznej. Głównym celem badania kinetyki reakcji enzymatycznych jest uzyskanie informacji, które mogą pomóc w wyjaśnieniu molekularnego mechanizmu działania enzymów.
Ogólne zasady kinetyki reakcji chemicznych odnoszą się również do reakcji enzymatycznych.
Najwcześniejszą próbę matematycznego opisu reakcji enzymatycznych podjął Duclos w 1898 r. Brown (1902) i niezależnie Henri (1903) jako pierwsi wysunęli hipotezę, że podczas reakcji powstaje kompleks enzym-substrat. Założenie to opierało się na trzech faktach doświadczalnych:
1. papaina tworzy nierozpuszczalny związek z fibryną (Wurtz, 1880);
2. sacharoza chroni enzym inwertazy przed denaturacją cieplną (O'Sullivan i Thompson, 1890);
3. Fisher w latach 1898-1899 wykazał, że enzymy są stereochemicznie specyficznymi katalizatorami.
MICHAŁ, Leonor
Leonor Michaelis – niemiecki biochemik i chemik organiczny, twórca kinetyki procesów enzymatycznych. Główne prace poświęcone są badaniu reakcji enzymatycznych. W 1913 roku wprowadził stałą (Michaelis stałą) do równania zależności szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia substratu w stanie stacjonarnym (równanie Michaelisa-Mentena).
Zależność szybkości reakcji enzymatycznej od temperatury, pH, stężenia enzymu i stężenia substratu.
Wstępne eksperymenty dotyczące badania kinetyki reakcji enzymatycznych wykazały, że szybkość reakcji E + S E + P, wbrew teoretycznym oczekiwaniom, nie zależy od stężenia enzymu i substratu, jak w przypadku konwencjonalnej reakcja zamówienia.
Jednocześnie trzy główne kryteria mają zastosowanie do enzymów, które są również charakterystyczne dla katalizatorów nieorganicznych, a mianowicie:
1. Po reakcji pozostają niezmienione, tj. uwolnione, mogą ponownie reagować z nowymi cząsteczkami substratu (choć nie można wykluczyć wpływu warunków środowiskowych na aktywność enzymu).
2. Enzymy są w stanie działać w znikomych stężeniach (np. jedna cząsteczka enzymu reniny zawarta w błonie śluzowej żołądka cielęcia ścina około 10 6 cząsteczek kazeinogenu mleka w ciągu 10 minut w temperaturze 37°C) . Obecność lub brak enzymu lub innego katalizatora nie wpływa na wartość stałej równowagi i energii swobodnej (ΔG).
3. Katalizatory tylko zwiększają szybkość, z jaką układ zbliża się do równowagi termodynamicznej bez przesuwania punktu równowagi.
Na aktywność enzymu mają wpływ wszystkie te czynniki, które mogą powodować zmianę jego struktury, a mianowicie do takich czynników należą:
3. Siły działające w płynach (siły hydrodynamiczne, ciśnienie hydrostatyczne i napięcie powierzchniowe)
4. Środki chemiczne (alkohol, mocznik lub nadtlenek wodoru itp.)
5. Napromieniowanie (światło, dźwięk, promieniowanie jonizujące)
6. Różne związki chemiczne, które wiążąc się z enzymami mogą zmieniać szybkość reakcji katalizowanych przez enzymy.
Czasami spadek aktywności katalitycznej, spowodowany np. zmianą pH, jest odwracalny. W takich przypadkach powrotowi do warunków początkowych towarzyszy przywrócenie aktywności enzymu. Możliwa jest również nieodwracalna zmiana aktywności enzymu.
Rozważmy wpływ różnych czynników na szybkość reakcji enzymatycznej.
Efekt temperaturowy
Jednym z podstawowych równań kinetyki chemicznej jest równanie Arrheniusa, które wyraża zależność stałej szybkości reakcji od temperatury:
Jednak zakres temperatur reakcji enzymatycznych, dla których ma zastosowanie równanie Arrheniusa, jest bardzo wąski dla większości enzymów. Co się stanie, jeśli spróbujemy zmusić enzym do jeszcze szybszego katalizowania procesu przez podniesienie temperatury powyżej fizjologicznie dopuszczalnej? W wysokich temperaturach, gdy zaczyna dominować proces termicznej inaktywacji enzymu, zostaje naruszona zależność szybkości reakcji od temperatury, opisana równaniem Arrheniusa - mianowicie po osiągnięciu pewnego maksimum temperatury szybkość reakcji gwałtownie spada do zera . Z drugiej strony, gdy temperatura spada poniżej 0°C, szybkość reakcji również spada do zera, tj. reakcja całkowicie ustaje. Tak więc reakcje enzymatyczne mają dzwonowatą zależność szybkości reakcji od temperatury, co tłumaczy się nałożeniem dwóch efektów - wzrostu szybkości reakcji wraz ze wzrostem temperatury i przyspieszenia termicznej denaturacji cząsteczki białka, prowadzącej do enzymu inaktywacja w wysokich temperaturach. Denaturacja większości białek rozpoczyna się w temperaturze od 45 do 50°C i kończy się bardzo szybko w temperaturze 55°C. Zaprzestanie reakcji enzymatycznych w niskich temperaturach wynika z faktu, że roztwory wodne zamarzają.
Tak więc termolabilność, czyli wrażliwość na wzrost temperatury, jest jedną z charakterystycznych właściwości enzymów, co wyraźnie odróżnia je od katalizatorów nieorganicznych. W temperaturze 90°C prawie wszystkie enzymy tracą swoją aktywność (jedynym wyjątkiem są dwa enzymy – miokinaza, która wytrzymuje ogrzewanie do 100°C, polimeraza DNA z bakterii termofilnych w temperaturze maks. 90°C). Optymalna temperatura działania większości enzymów u zwierząt stałocieplnych to 40-45°C; w tych warunkach szybkość reakcji jest maksymalna ze względu na wzrost energii kinetycznej reagujących cząsteczek. W niskich temperaturach (4°C i poniżej) enzymy z reguły nie ulegają zniszczeniu, chociaż ich aktywność spada prawie do zera. Zjawisko to jest spowodowane zmianą struktury centrum aktywnego enzymu na skutek zmniejszenia gęstości wody. We wszystkich przypadkach czas ekspozycji odpowiedniej temperatury ma znaczenie. Obecnie dla pepsyny, trypsyny i szeregu innych enzymów udowodniono istnienie bezpośredniego związku między szybkością inaktywacji enzymów a stopniem denaturacji białka. Zatem wpływ temperatury na szybkość reakcji enzymatycznej jest zgodny z równaniem Arrheniusa tylko w stosunkowo wąskim zakresie temperatur 4-45°C. Poza tym zakresem szybkości reakcji enzymatycznych gwałtownie spadają, co jest brane pod uwagę i wykorzystywane w technologiach żywności oraz przy przechowywaniu żywności i leków zawierających enzymy. Daj przykłady.
Wpływ pH medium.
Enzymy, podobnie jak wszystkie białka, składają się z aminokwasów. W zależności od pH rodniki niektórych aminokwasów, a tym samym całe białko, mogą nabrać ładunku. Grupy naładowane są często częścią centrów aktywnych enzymów, ponieważ wiele mechanizmów katalizy enzymatycznej opiera się na katalizie typu kwasowego lub zasadowego. Warunkiem koniecznym realizacji katalizy kwasowej lub zasadowej może być obecność określonego ładunku na grupach jonizowalnych centrum aktywnego. Wynika z tego, że katalitycznie aktywna postać enzymu występuje tylko w jednym ściśle określonym stanie jonizacji iw zależności od pH większa lub mniejsza część całego enzymu obecnego w mieszaninie może zostać w nią przekształcona.
Zależność aktywności enzymu od pH ma kształt dzwonu z dość wąskim maksimum. Dla różnych enzymów wartość pH, przy której enzym ma maksymalną aktywność, jest różna. W eksperymencie badanie zależności pH reakcji enzymatycznych jest często wykorzystywane do badania liczby i właściwości grup jonogennych.
Przy określaniu zależności aktywności enzymu od stężenia jonów wodorowych reakcję prowadzi się przy różnych wartościach pH pożywki, zwykle w optymalnej temperaturze i w obecności dostatecznie wysokich (nasycających) stężeń substratu. Rysunek i tabela przedstawiają optymalne wartości pH dla wielu enzymów.
Ryż. Zależność aktywności enzymu od pH.
 |
Z danych w tabeli. 4.3 pokazuje, że optymalne pH działania enzymu mieści się w zakresie fizjologicznym. Wyjątkiem jest pepsyna, której optimum pH wynosi 2,0 (przy pH 6,0 jest nieaktywne i niestabilne). Wyjaśnia to, po pierwsze, strukturalna organizacja cząsteczki enzymu, a po drugie, fakt, że pepsyna jest składnikiem soku żołądkowego zawierającego wolny kwas solny, który tworzy optymalne kwaśne środowisko dla działania tego enzymu. Z drugiej strony, optimum pH arginazy leży w strefie silnie zasadowej (około 10,0); nie ma takiej pożywki w komórkach wątroby, dlatego arginaza in vivo najwyraźniej nie działa w swojej optymalnej strefie pH pożywki.
Według współczesnych koncepcji wpływ zmian pH pożywki na cząsteczkę enzymu polega na wpływie na stan i stopień jonizacji grup kwasowych i zasadowych (w szczególności grup COOH aminokwasów dikarboksylowych, grupy SH cysteiny, azotu imidazolowego histydyny, grupy NH2 lizyny itp.). Przy gwałtownych zmianach od optymalnego pH pożywki enzymy mogą ulegać zmianom konformacyjnym, prowadzącym do utraty aktywności z powodu denaturacji lub zmiany ładunku cząsteczki enzymu. Przy różnych wartościach pH pożywki centrum aktywne może być w postaci częściowo zjonizowanej lub niezjonizowanej, co wpływa na trzeciorzędową strukturę białka i odpowiednio na tworzenie aktywnego kompleksu enzym-substrat. Ponadto ważny jest stan jonizacji substratów i kofaktorów.
Podobne informacje.
Szybkość reakcji enzymatycznej
Miarą szybkości reakcji enzymatycznej jest ilość substratu, który uległ przemianie w jednostce czasu lub ilość utworzonego produktu. Szybkość zależy od nachylenia stycznej do krzywej w początkowej fazie reakcji.
Ryż. 2 Szybkość reakcji enzymatycznej.
Im bardziej strome zbocze, tym większa prędkość. Z biegiem czasu szybkość reakcji zwykle maleje, głównie w wyniku zmniejszania się stężenia substratu.
Czynniki wpływające na aktywność enzymatyczną
Działanie F. zależy od wielu czynników: temperatury, odczynu podłoża (pH), stężenia enzymu, stężenia substratu, obecności swoistych aktywatorów oraz nieswoistych lub swoistych inhibitorów.
Stężenie enzymów
Przy wysokim stężeniu substratu i innych czynnikach stałych szybkość reakcji enzymatycznej jest proporcjonalna do stężenia enzymu.
Ryż. 3 Zależność szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia enzymu.
Kataliza zachodzi zawsze w warunkach, w których stężenie enzymu jest znacznie niższe niż stężenie substratu. Dlatego wraz ze wzrostem stężenia enzymu wzrasta również szybkość reakcji enzymatycznej.
Temperatura
Wpływ temperatury na szybkość reakcji enzymatycznej można wyrazić za pomocą współczynnika temperaturowego Q 10: Q 10 = (szybkość reakcji w (x + 10) ° C) / (szybkość reakcji w x ° C)
Między 0-40°C, Q10 reakcji enzymatycznej wynosi 2. Innymi słowy, na każde 10°C wzrostu temperatury, szybkość reakcji enzymatycznej podwaja się.
Ryż. 4 Wpływ temperatury na aktywność enzymu, takiego jak amylaza ślinowa.
Wraz ze wzrostem temperatury ruch cząsteczek przyspiesza, a cząsteczki reagentów częściej zderzają się ze sobą. W związku z tym wzrasta również prawdopodobieństwo wystąpienia między nimi reakcji. Temperatura, która zapewnia największą aktywność, nazywana jest optymalną. Powyżej tego poziomu szybkość reakcji enzymatycznej maleje pomimo wzrostu częstości zderzeń. Dzieje się tak z powodu zniszczenia drugorzędowych i trzeciorzędowych struktur enzymu, innymi słowy, ze względu na fakt, że enzym ulega denaturacji.
Ryż. 5 Przebieg reakcji enzymatycznej w różnych temperaturach.
Kiedy temperatura zbliża się lub spada poniżej punktu zamarzania, enzymy są inaktywowane, ale nie następuje denaturacja. Wraz ze wzrostem temperatury ich aktywność katalityczna zostaje ponownie przywrócona.
Ponieważ białka w stanie suchym denaturują znacznie wolniej niż białka uwodnione (w postaci żelu białkowego lub roztworu), F. inaktywacja w stanie suchym zachodzi znacznie wolniej niż w obecności wilgoci. Dlatego suche zarodniki bakterii lub suche nasiona mogą wytrzymać ogrzewanie do znacznie wyższych temperatur niż te same zarodniki lub nasiona w stanie wilgotnym.
Stężenie substratu
Przy danym stężeniu enzymu szybkość reakcji enzymatycznej wzrasta wraz ze wzrostem stężenia substratu.
Ryż. 6 Zależność szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia substratu.
Teoretyczna maksymalna szybkość reakcji Vmax nigdy nie zostaje osiągnięta, ale przychodzi moment, w którym dalszy wzrost stężenia substratu nie pociąga już za sobą zauważalnej zmiany szybkości reakcji. Należy to tłumaczyć faktem, że przy wysokich stężeniach substratu centra aktywne cząsteczek F. okazują się w danym momencie praktycznie nasycone. Zatem bez względu na to, jak duży jest nadmiar substratu, może on łączyć się z F. dopiero po dysocjacji utworzonego wcześniej kompleksu enzym-substrat na produkt i wolny F. Dlatego przy wysokich stężeniach substratu szybkość reakcji enzymatycznej jest ograniczona zarówno stężeniem substratu, jak i czasem potrzebnym do dysocjacji kompleksu enzym-substrat.
W stałej temperaturze każdy F. działa najskuteczniej w wąskich granicach pH. Optymalna wartość pH to taka, przy której reakcja przebiega najszybciej.
Ryż. 7 Zależność aktywności enzymu od pH.
Przy wyższym i niższym pH aktywność F. spada. Zmiana pH zmienia ładunek zjonizowanych grup kwasowych i zasadowych, od których zależy specyficzna postać cząsteczek F. W rezultacie zmienia się kształt cząsteczki F, a przede wszystkim kształt jej centrum aktywnego. Przy zbyt ostrych zmianach pH pH denaturuje. Optymalna charakterystyka pH danego F. nie zawsze pokrywa się z pH jego bezpośredniego środowiska wewnątrzkomórkowego. Sugeruje to, że środowisko, w którym znajduje się F., w pewnym stopniu reguluje jego aktywność.
Kinetyka reakcji enzymatycznych. Kinetyka bada szybkość, mechanizmy reakcji oraz wpływ takich czynników jak stężenie enzymów i substratów, temperatura, pH środowiska, obecność inhibitorów lub aktywatorów.
Przy stałym stężeniu substratu szybkość reakcji jest wprost proporcjonalna do stężenia enzymu. Wykres zależności szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia substratu ma postać hiperboli równoramiennej.
Zależność szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia enzymu (a) i substratu (b)
Opisano zależność szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia substratu Równanie Michaelisa-Mentena:
gdzie V jest stacjonarną szybkością reakcji biochemicznej; Vmax - maksymalna prędkość; Km - stała Michaelisa; [S] - stężenie substratu.
Jeśli stężenie substratu jest niskie, tj. [S]<< Кm, то [S] в знаменателе можно пренебречь.
Następnie 
Zatem przy niskich stężeniach substratu szybkość reakcji jest wprost proporcjonalna do stężenia substratu i jest opisana równaniem pierwszego rzędu. Odpowiada to początkowemu prostemu przekrojowi krzywej V = f[S] (rysunek b).
Przy wysokich stężeniach substratu [S] >> Km, gdy Km można pominąć, równanie Michaelisa-Mentena przyjmuje postać, tj. V=Vmaks.
Zatem przy wysokich stężeniach substratu szybkość reakcji staje się maksymalna i jest opisana równaniem zerowego rzędu. Odpowiada to części krzywej V = f [S], równoległej do osi x.
Przy stężeniach substratu liczbowo porównywalnych ze stałą Michaelisa szybkość reakcji stopniowo wzrasta. Jest to całkiem zgodne z poglądami na temat mechanizmu reakcji enzymatycznej:
gdzie S jest podłożem; E - enzym; ES - kompleks enzym-substrat; P - produkt; k1 jest stałą szybkości tworzenia kompleksu enzym-substrat; k2 jest stałą szybkości rozkładu kompleksu enzym-substrat z tworzeniem początkowych reagentów; k3 jest stałą szybkości rozkładu kompleksu enzym-substrat z utworzeniem produktu.
Współczynnik konwersji podłoża z tworzeniem produktu (P) jest proporcjonalne do stężenia kompleksu enzym-substrat. Przy niskich stężeniach substratu roztwór zawiera pewną liczbę wolnych cząsteczek enzymu (E), które nie są związane w kompleks (ES). Dlatego wraz ze wzrostem stężenia substratu wzrasta stężenie kompleksów, a co za tym idzie, zwiększa się również szybkość tworzenia produktu. Przy wysokich stężeniach substratu wszystkie cząsteczki enzymu są związane w kompleks ES (zjawisko nasycenia enzymu), dlatego dalszy wzrost stężenia substratu praktycznie nie zwiększa stężenia kompleksów, a szybkość tworzenia produktu pozostaje stała.
W ten sposób fizyczne znaczenie maksymalnej szybkości reakcji enzymatycznej staje się jasne. Vmax to szybkość, z jaką reaguje enzym, występujący całkowicie jako kompleks enzym-substrat..
Stała Michaelisa liczbowo odpowiada takiemu stężeniu substratu, przy którym prędkość stacjonarna jest równa połowie maksimum. Ta stała charakteryzuje stałą dysocjacji kompleksu enzym-substrat:
Fizyczne znaczenie stałej Michaelisa w tym, że charakteryzuje powinowactwo enzymu do substratu. Km ma małe wartości, gdy k1 > (k2 + k3), tj. proces tworzenia kompleksu ES przeważa nad procesami dysocjacji ES. Zatem im niższa wartość Km, tym większe powinowactwo enzymu do substratu. I odwrotnie, jeśli Km jest duże, wtedy dominują procesy dysocjacji (k2 + k3) > k1 i ES. W tym przypadku powinowactwo enzymu do substratu jest niskie.
Inhibitory i aktywatory enzymów . Inhibitory enzymów zwane substancjami zmniejszającymi aktywność enzymów. Wszelkie środki denaturujące (na przykład sole metali ciężkich, kwasy) są nieswoistymi inhibitorami enzymów.
Odwracalne inhibitory są związkami, które oddziałują niekowalencyjnie z enzymem. nieodwracalne inhibitory- są to związki specyficznie wiążące grupy funkcyjne centrum aktywnego i tworzące wiązania kowalencyjne z enzymem.
Hamowanie odwracalne dzieli się na kompetycyjne i niekompetycyjne. Hamowanie konkurencyjne sugeruje podobieństwo strukturalne między inhibitorem a substratem. Inhibitor zajmuje miejsce w miejscu aktywnym enzymu, a znaczna liczba cząsteczek enzymu jest zablokowana. Inhibicję kompetycyjną można usunąć zwiększając stężenie substratu. W tym przypadku substrat wypiera kompetycyjny inhibitor z miejsca aktywnego.
Odwracalne hamowanie może być niekonkurencyjny odnośnie podłoża. W tym przypadku inhibitor nie konkuruje o miejsce przyłączenia do enzymu. Substrat i inhibitor wiążą się w różnych miejscach, dlatego powstaje kompleks IE, a także trójskładnikowy kompleks IES, który może rozkładać się wraz z uwalnianiem produktu, ale wolniej niż kompleks ES.
Przez charakter twojego działania inhibitory dzielą się na:
- konkretny,
- niespecyficzne.
Specyficzne inhibitory działają na enzym, łącząc się wiązaniem kowalencyjnym w centrum aktywnym enzymu i wyłączając go ze sfery działania.
Hamowanie niespecyficzne obejmuje wpływ na enzym czynników denaturujących (sole metali ciężkich, mocznik itp.). W tym przypadku w wyniku zniszczenia czwartorzędowej i trzeciorzędowej struktury białka następuje utrata aktywności biologicznej enzymu.
Aktywatory enzymów to substancje zwiększające szybkość reakcji enzymatycznej. Najczęściej aktywatorami są jony metali (Fe2+, Fe3+, Cu2+, Co2+, Mn2+, Mg2+ itp.). Rozróżnij metale, które są częścią metaloenzymów, którymi są kofaktory i działając jako aktywatory enzymów. Kofaktory mogą silnie wiązać się z częścią białkową enzymu, ale aktywatory są łatwo oddzielane od apoenzymu. Takie metale są obowiązkowymi uczestnikami aktu katalitycznego, który determinuje aktywność enzymu. Aktywatory wzmocnić efekt katalityczny, ale ich brak nie uniemożliwia przebiegu reakcji enzymatycznej. Z reguły kofaktor metalu oddziałuje z ujemnie naładowanymi grupami podłoża. Metal o zmiennej wartościowości bierze udział w wymianie elektronów między substratem a enzymem. Ponadto biorą udział w tworzeniu stabilnej konformacji przejściowej enzymu, co przyczynia się do szybszego tworzenia kompleksu ES.
Regulacja aktywności enzymów . Jednym z głównych mechanizmów regulacji metabolizmu jest regulacja aktywności enzymów. Jednym z przykładów jest regulacja allosteryczna, regulacja przez aktywatory i inhibitory. Często zdarza się, że końcowym produktem szlaku metabolicznego jest inhibitor enzymu regulatorowego. Ten rodzaj hamowania nazywa się retroinhibicja lub hamowanie z ujemnym sprzężeniem zwrotnym.
Wiele enzymów jest wytwarzanych jako nieaktywne prekursory proenzymów, a następnie aktywowane we właściwym czasie przez częściową proteolizę. Częściowa proteoliza- rozszczepienie części cząsteczki, co prowadzi do zmiany trzeciorzędowej struktury białka i powstania aktywnego centrum enzymu.
Niektóre enzymy oligomeryczne mogą zmieniać swoją aktywność z powodu asocjacje - dysocjacje podjednostek wchodzą w ich skład.
Wiele enzymów można znaleźć w dwóch postaciach: jako proste białko i jako fosfoproteina. Przejściu z jednej formy do drugiej towarzyszy zmiana aktywności katalitycznej.
Szybkość reakcji enzymatycznej zależy od ilości enzymów, który w komórce jest określony przez stosunek szybkości jego syntezy i rozpadu. Ten sposób regulacji szybkości reakcji enzymatycznej jest procesem wolniejszym niż regulacja aktywności enzymatycznej.