FISH to jedno z najbardziej niesamowitych „narzędzi” biologii molekularnej XXI wieku. W diagnostyce przedimplantacyjnej technika badawcza FISH wykorzystywana jest do wykrywania nieprawidłowości chromosomowych lub zaburzeń parowania chromosomów w komórkach zarodka nowo uzyskanego w drodze zapłodnienia in vitro (IVF). Jeżeli nie zostaną wykryte żadne anomalie ani oznaki aneuploidii (zaburzenia parowania, brak par chromosomów), wówczas „sztuczny” zarodek uważa się za żywy. Można go wszczepić do macicy przyszłej matki.
FISH umożliwia także prześledzenie cech płciowych w zestawie chromosomów zarodka. Dzięki temu możliwe jest określenie płci nienarodzonego dziecka jeszcze przed faktycznym zajściem w ciążę (jeśli uznamy to za początek wszczepienia do macicy zarodka poczętego poza ciałem).
Co to jest RYBA?
Skrót oznacza: Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung, czyli fluorescencyjna hybrydyzacja in-situ. Transkrypcja najprawdopodobniej nic nie mówi nieświadomemu czytelnikowi. Dlatego też przeanalizujemy złożoną koncepcję w częściach, pozostawiając na koniec niedokładnie przetłumaczone „in-situ”.
Hybrydyzacja
W biologii molekularnej termin ten ma bardzo szczególne znaczenie, które w „zwykłej” biologii nie ma nic wspólnego z krzyżowaniem gatunków.
Hybrydyzacja to molekularna technika genetyczna stosowana do oceny stanu DNA i RNA badanych komórek. Polega na połączeniu poszczególnych łańcuchów kwasów nukleinowych w jedną cząsteczkę. W ten sposób sprawdzana jest komplementarność (wzajemna zgodność) cząsteczek lub ich fragmentów względem siebie. Dzięki całkowitej komplementarności łańcuchy łatwo i szybko łączą się we wspólną cząsteczkę. Powolna unifikacja wskazuje na niewystarczającą komplementarność. Niekomplementarność łańcuchów wynika właśnie z nieprawidłowości chromosomalnych (naruszeń kolejności chromosomów w niektórych obszarach), niesparowanych chromosomów lub braku niektórych par.
„Narzędziem” pomiaru komplementarności jest temperatura, w której nici DNA hybrydyzują we wspólną cząsteczkę. W tym celu należy najpierw podgrzać preparat kwasu nukleinowego, a następnie po zmieszaniu go z innym ogrzanym preparatem ostudzić. Po podgrzaniu wiązania wodorowe między łańcuchami DNA lub RNA zanikają i powstają jednoniciowe fragmenty cząsteczek. Mieszane preparaty dwóch DNA lub RNA (lub DNA - RNA) schładza się. Po ochłodzeniu szybko przywracają się wiązania wodorowe pomiędzy komplementarnymi zasadami i powstaje pojedyncza, hybrydowa cząsteczka DNA (RNA lub DNA - RNA). W przypadku braku komplementarności proces trwa dłużej, nieuzupełniające się fragmenty pozostają nieprzyłączone. W konsekwencji im wyższa temperatura hybrydyzacji, tym bardziej harmonijna i prawidłowa jest struktura chromosomowa komórek. Im niższa temperatura, tym więcej nieprawidłowości w chromosomach. Na podstawie analizy reszt niekomplementarnych można zidentyfikować specyficzne anomalie lub obszary aneuploidii.
Oznaczenie fluorescencyjne
Do analizy komplementarności hybrydyzującej cząsteczki DNA (lub RNA) wykorzystuje się specjalne sondy genetyczne (lub sondy DNA), które oczywiście również niewiele mają wspólnego ze swoimi imiennikami stosowanymi np. w chirurgii.
Sondy genetyczne to syntetyzowane i specjalnie znakowane jednoniciowe DNA (rzadziej RNA) o określonych z góry właściwościach komplementarności. Po hybrydyzacji łączą się z określonymi fragmentami genetycznymi, potwierdzając w ten sposób ich komplementarność. Lokalizacja sond w zhybrydyzowanej cząsteczce wskazuje na normalną lub wadliwą strukturę pierwotnego materiału chromosomalnego, z którego zbudowana jest ta „sztuczna struktura”.
Sondy genetyczne znakowane są w szczególności substancjami świecącymi (fluorescencyjnymi), dzięki czemu są widoczne pod soczewką specjalnego mikroskopu fluorescencyjnego.
Zastosowanie różnych barwników dla kilku sond pozwala na jednoczesną analizę różnych struktur genetycznych, na przykład w celu identyfikacji regionów chromosomów z dwoma nałożonymi na siebie genami i innymi anomaliami.
Obecnie w ramach jednej analizy sondy genetyczne znakuje się od pięciu do sześciu różnych barwników, czasem nawet siedmiu.
In-situ oznacza „w domu”
Oryginalna technika hybrydyzacji była uciążliwa. Wyekstrahowany DNA denaturowano w specjalnych buforach termicznych i mieszano w wirówce z innymi zdenaturowanymi fragmentami. Hybrydyzację przeprowadzono także w laboratorium, „w naczyniu chemicznym”.
Nowoczesna technologia umożliwia prowadzenie analiz in-situ, czyli „na miejscu”, „w domu”, w oryginalnych strukturach genetycznych, a nie w preparatach laboratoryjnych. Obiektem badań były same jądra komórkowe (pobrane podczas biopsji ciałek polarnych, blastomerów i komórek powierzchniowych blastocysty).
Obserwacja materiału genetycznego bezpośrednio w jądrach komórkowych przyspiesza ten proces, czyniąc go bardziej „czystym”, wolnym od wpływów zewnętrznych i uszkodzeń, które nie są wykluczone przy produkcji leków laboratoryjnych.
Istnieją jednak problemy, które wskazują na nieprzezwyciężalne ograniczenia tej metody. Pojedyncza hybrydyzacja nie może „pokryć” całego zestawu chromosomów w komórkach. Zwykle wymagane są dwie lub trzy kolejne hybrydyzacje, które pozwalają na badanie 12-15 par chromosomów (a u człowieka jest ich 23). Zdolność do dalszej hybrydyzacji łańcuchów DNA stopniowo maleje po każdej rehybrydyzacji. Nie pozwala to na przeprowadzenie hybrydyzacji „tyle razy, ile jest to pożądane” w celu wyczerpującej analizy tego samego materiału genetycznego.
Technika FISH – fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ została opracowana w połowie lat 80-tych XX wieku i służy do wykrywania obecności lub braku specyficznych sekwencji DNA na chromosomach, a także satelitarnego DNA alfa zlokalizowanego na centromerze chromosomu 6, CEP6(6p11. 1-q11.1).
Dało to znaczącą zmianę w diagnostyce chorób onkologicznych pochodzenia melanocytowego dzięki odkryciu antygenów nowotworowych. Na tle złośliwym określa się mutację w trzech antygenach: CDK2NA (9p21), CDK4 (12q14) i CMM1(1p). W związku z tym możliwość obiektywnej diagnostyki różnicowej, opartej na określeniu cech genetycznych melanocytowych nowotworów skóry, ma ogromne znaczenie we wczesnej diagnostyce czerniaka i jego prekursorów.W jądrze z prawidłowym zestawem badanych genów i chromosomem 6 , obserwuje się dwa geny RREB1 w kolorze czerwonym, dwa geny MYB w kolorze żółtym, dwa geny CCND1 w kolorze zielonym i dwa centromery chromosomu 6 w kolorze niebieskim. Testy fluorescencyjne służą do celów diagnostycznych.
Ocena wyników reakcji: oblicza się liczbę sygnałów czerwonych, żółtych, zielonych i niebieskich w 30 jądrach każdej próbki, identyfikuje cztery parametry różnych wariantów chorób genetycznych, w których próbka genetycznie odpowiada czerniakowi. Na przykład próbka jest zgodna z czerniakiem, jeśli średnia liczba genu CCND1 w jądrze wynosi ≥2,5. Liczbę kopii innych genów ocenia się na tej samej zasadzie. Lek uznaje się za pozytywny w teście FISH, jeśli spełniony jest co najmniej jeden z czterech warunków. Próbki, w których wszystkie cztery parametry są poniżej wartości odcięcia, uważa się za ujemne w badaniu FISH.
Oznaczenie specyficznych sekwencji DNA na chromosomach przeprowadza się na skrawkach biopsji lub materiale chirurgicznym. W praktyce reakcja FISH wygląda następująco: badany materiał, zawierający DNA w jądrach melanocytów, poddaje się obróbce w celu częściowego zniszczenia jego cząsteczki, w celu rozbicia struktury dwuniciowej i tym samym ułatwienia dostępu do pożądanego obszaru melanocytów gen. Próbki są klasyfikowane według miejsca przyłączenia do cząsteczki DNA. Materiałem do reakcji FISH w praktyce klinicznej są skrawki tkankowe parafinowe, rozmazy i odciski.
Reakcja FISH pozwala wykryć zmiany, jakie zaszły w cząsteczce DNA w wyniku wzrostu liczby kopii genów, utraty genów, zmian w liczbie chromosomów oraz zmian jakościowych – przemieszczania się loci genów zarówno w tym samym chromosomie i pomiędzy dwoma chromosomami.
Aby przetworzyć dane uzyskane przy użyciu reakcji FISH i zbadać związek między liczbą kopii genów trzech grup badawczych, wykorzystano współczynnik korelacji Spearmana.
Czerniak charakteryzuje się wzrostem liczby kopii w porównaniu ze znamięm i znamięm dysplastycznym.
Znamię proste w porównaniu ze znamię dysplastyczne ma mniej nieprawidłowości w liczbie kopii (tj. Więcej normalnej liczby kopii).
Do skonstruowania reguł decyzyjnych pozwalających przewidzieć, czy próbka należy do tej czy innej klasy (diagnostyka różnicowa znamion prostych i dysplastycznych), wykorzystuje się aparat matematyczny „drzew decyzyjnych”. Podejście to sprawdziło się w praktyce, a wyniki stosowania tej metody (w przeciwieństwie do wielu innych metod, np. sieci neuronowych) można łatwo zinterpretować w celu skonstruowania reguł decyzyjnych różnicowania znamion prostych, dysplastycznych i czerniaka. We wszystkich przypadkach początkowymi danymi była liczba kopii czterech genów.
Zadanie skonstruowania reguły decyzyjnej dla diagnostyki różnicowej podzielone jest na kilka etapów. W pierwszym etapie różnicuje się czerniaka i znamię, bez uwzględnienia rodzaju znamienia. W kolejnym etapie konstruowana jest reguła decyzyjna oddzielająca znamiona proste i dysplastyczne. Wreszcie na ostatnim etapie możliwe jest skonstruowanie „drzewa decyzyjnego” w celu określenia stopnia dysplazji znamion dysplastycznych.
Taki podział zadania klasyfikacji znamion na podzadania pozwala na osiągnięcie dużej dokładności predykcji na każdym etapie. Dane wejściowe do konstrukcji „drzewa decyzyjnego” stanowią dane dotyczące liczby kopii czterech genów u pacjentów, u których zdiagnozowano czerniaka i pacjentów, u których zdiagnozowano nowotwór nieczerniakowy (pacjenci z różnymi typami znamion – prostymi i dysplastycznymi). Dla każdego pacjenta dostępne są dane dotyczące liczby kopii genów dla 30 komórek.
Zatem podzielenie problemu przewidywania rozpoznania na kilka etapów pozwala na skonstruowanie bardzo dokładnych reguł decyzyjnych nie tylko w różnicowaniu czerniaka od znamion, ale także w określaniu rodzaju znamion i przewidywaniu stopnia dysplazji w przypadku znamion dysplastycznych. Skonstruowane „drzewa decyzyjne” stanowią wizualny sposób przewidywania diagnozy na podstawie informacji o liczbie kopii genów i można je z łatwością zastosować w praktyce klinicznej do różnicowania łagodnych, przednowotworowych i złośliwych nowotworów melanocytowych skóry. Proponowana dodatkowa metoda diagnostyki różnicowej jest szczególnie ważna przy wycinaniu olbrzymich wrodzonych znamion barwnikowych i znamion dysplastycznych u pacjentów pediatrycznych, ponieważ obserwuje się wysoki odsetek błędów diagnostycznych podczas wizyt takich pacjentów w placówkach medycznych. Wyniki stosowania opisanej metody są bardzo skuteczne, dlatego wskazane jest jej stosowanie w diagnostyce barwnikowych nowotworów skóry, zwłaszcza u chorych z zespołem FAMM.
Inwazyjne metody diagnostyki prenatalnej pozwalają nie tylko spojrzeć w przyszłość i wiarygodnie przewidzieć, czy u nienarodzonego dziecka wystąpią choroby związane z wadami wewnątrzmacicznymi, ale także poznać charakter i przyczyny patologii wrodzonych.
Jednak każda informacja jest cenna tylko wtedy, gdy jest aktualna. Jeśli chodzi o stan rozwoju płodu, niezwykle istotna jest szybkość uzyskania wyników badań.
Dlatego w diagnostyce genetycznej istnieje duże zapotrzebowanie na metodę FISH, która pozwala w możliwie najkrótszym czasie ocenić obecność najczęstszych anomalii rozwojowych u zarodka.
FISH to skrót, który odszyfrowuje istotę technologii wykrywania nieprawidłowości chromosomowych - fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ - hybrydyzacji fluorescencyjnej w środowisku „domowym”.
Technika ta, zaproponowana pod koniec lat 70. ubiegłego wieku przez J. Golla i M.-L. Pardew opiera się na możliwości odtworzenia sekwencji fragmentów kwasów nukleinowych (DNA lub RNA) po ich denaturacji.
Autorzy opracowali metodę, która pozwala, wykorzystując hybrydyzację in situ sztucznie wytworzonych znakowanych sond (sond) DNA i materiału cytogenetycznego pobranego do analizy, na identyfikację odchyleń ilościowych i jakościowych interesujących nas chromosomów.
Pod koniec ubiegłego wieku, po pomyślnym zastosowaniu barwników fluorescencyjnych do barwienia sond DNA, metoda FISH otrzymała swoją nazwę i od tego czasu jest intensywnie udoskonalana i różnicowana.
Nowoczesne techniki analizy FISH dążą do tego, aby w jednej procedurze hybrydyzacji możliwe było uzyskanie jak najpełniejszej informacji do analizy wybranego materiału genetycznego.
Faktem jest, że po hybrydyzacji można ocenić jedynie ograniczoną liczbę chromosomów tego samego materiału cytogenetycznego. Zdolność do ponownej hybrydyzacji łańcuchów DNA zmniejsza się od czasu do czasu.
Dlatego obecnie w diagnostyce genetycznej najczęściej stosuje się metodę hybrydyzacji in situ, aby szybko odpowiedzieć na pytania dotyczące istniejących, najczęstszych aneuploidii na chromosomach 21, 13, 18, a także na chromosomach płci X, Y.
Do analizy FISH nadają się dowolne próbki tkanek lub komórek.
W diagnostyce prenatalnej mogą to być próbki krwi, ejakulat lub.
Szybkość uzyskania wyników zapewnia fakt, że komórki uzyskane z materiału pobranego do analizy nie wymagają hodowli w pożywkach, osiągając ich podział do wymaganej liczby, jak w klasycznej metodzie kariotypowania.
Wybrany materiał poddawany jest specjalnemu przygotowaniu w celu uzyskania skoncentrowanej zawiesiny czystych komórek. Następnie przeprowadza się proces denaturacji próbki DNA i natywnego DNA badanej próbki do stanu jednoniciowego oraz proces hybrydyzacji, podczas którego inkubuje się kolorowe sondy DNA z DNA próbki.
W ten sposób wizualizuje się pożądane (kolorowe) chromosomy w komórce, ocenia ich liczbę, strukturę struktur genetycznych itp. Okular specjalnego mikroskopu fluorescencyjnego pozwala na badanie świecących łańcuchów DNA.
Obecnie metoda FISH jest szeroko stosowana w celach diagnostycznych do identyfikacji chorób genetycznych, aberracji chromosomowych w medycynie rozrodu, onkologii, hematologii, dozymetrii biologicznej itp.
Jak wykorzystuje się diagnostykę FISH płodu?
W dziedzinie medycyny rozrodu metoda FISH, jako jedna z metod diagnostyki cytogenetycznej molekularnej, stosowana jest na wszystkich etapach.
- parę.
Aby określić kariotyp przyszłych rodziców, przeprowadza się go raz, ponieważ ludzki genom pozostaje niezmieniony przez całe życie.
Kariotyp pary przed poczęciem dziecka pomoże ustalić, czy rodzice są nosicielami patologii genetycznych dziedzicznych, w tym ukrytych. A także ogólny stan genomu przyszłej matki i ojca, który może mieć wpływ na powodzenie poczęcia dziecka i donoszenie ciąży.
Diagnostyka metodą FISH w tym przypadku często pełni funkcję badania dodatkowego w stosunku do klasycznego kariotypowania, przy identyfikacji patologii chromosomalnych w materiale badanym (krew żylna rodziców), jeśli istnieje podejrzenie mozaikowatości.
Dodatkowe badanie metodą FISH rzetelnie potwierdzi lub wykluczy obecność podejrzanej anomalii w komórkach przyszłego rodzica.
- Badanie ejakulatu.
Wskazany przy trudnościach z rozrodem w parze ze względu na „czynnik męski”. Analiza plemników metodą FISH pozwoli ocenić poziom nieprawidłowych plemników w zestawie chromosomowym, a także ustalić, czy mężczyzna jest nosicielem chorób genetycznych związanych z płcią.
Jeśli para zdecyduje się później na poczęcie za pomocą zapłodnienia in vitro, analiza ejakulatu metodą FISH umożliwi wybranie plemnika najwyższej jakości do zapłodnienia komórki jajowej.
- Z zapłodnieniem in vitro.
Do przedimplantacyjnej diagnostyki genetycznej (PGD). Na podstawie wyników badań kariotypu rodziców określa się możliwe aberracje chromosomowe i genetyczne, które mogą zostać przekazane na zarodek.
Dzięki możliwościom diagnostyki FISH badanie stanu genetycznego powstałych zarodków można przeprowadzić już w ciągu kilku godzin przed przeniesieniem do jamy macicy, aby zapewnić ciążę ze znanym zdrowym płodem.
Ponadto możliwości PGD pozwalają określić płeć zarodków, a co za tym idzie, w razie potrzeby „uporządkować” płeć nienarodzonego dziecka.
- Podczas ciąży.
W diagnostyce prenatalnej: oprócz klasycznego badania genetycznego komórek płodowych (kariotypowanie) ośrodki medyczne oferują zazwyczaj analizę komórek płodowych uzyskanych za pomocą pobierania próbek kosmówki kosmówkowej, amniopunkcję lub kordocentezę metodą FISH.
Metoda ta jest niezastąpiona, gdy konieczne jest szybkie uzyskanie odpowiedzi na temat obecności najczęstszych defektów chromosomowych u płodu: trisomii na chromosomach 21, 18, 13, aberracji na chromosomach X i Y, czasami także aneuploidii na chromosomach 14 (lub 17), 15, 16.
Zalety analizy FISH
Przeprowadzanie analizy genetycznej metodą FISH, choć dziś pozostaje metodą pomocniczą w diagnozowaniu patologii chromosomowych, o wykonalności jej wdrożenia decydują niezaprzeczalne zalety:
- szybkość uzyskania wyników dotyczących badanych chromosomów wynosi kilka godzin – nie więcej niż 72.
Może to mieć znaczenie, jeśli los ciąży zależy od diagnozy genetyków;
- wysoka czułość i niezawodność metody FISH - możliwa jest skuteczna analiza na znikomej ilości biomateriału - wystarczy jedna komórka, błąd wyników nie przekracza 0,5%.
Może to mieć znaczenie, gdy liczba komórek w pierwotnej próbce jest ograniczona, np. gdy ich podział jest słaby.
- możliwość przeprowadzenia diagnostyki metodą FISH na każdym etapie ciąży (od 7 tygodnia) z wykorzystaniem dowolnej próbki biologicznej: fragmentów kosmówki, płynu owodniowego, krwi płodu itp.
Gdzie mogę postawić diagnozę metodą FISH?
W Moskwie metodę FISH do diagnostyki prenatalnej nieprawidłowości chromosomowych płodu stosuje się w następujących ośrodkach medycznych:
Z reguły kliniki oferują diagnostykę FISH w ramach pełnego kariotypowania płodu poprzez interwencję inwazyjną za dodatkową opłatą. I z reguły przyszli rodzice zgadzają się dopłacić, ponieważ dzięki metodzie FISH w ciągu zaledwie kilku dni możesz dowiedzieć się najważniejszych rzeczy o swoim dziecku
Przewodniczący
„Onkogenetyka”
Żuzyna
Julia Giennadiewna
Absolwentka Wydziału Pediatrycznego Państwowego Uniwersytetu Medycznego w Woroneżu. N.N. Burdenki w 2014 r.
2015 – staż terapeutyczny w Zakładzie Terapii Wydziału Terapii WSMU im. N.N. Burdenko.
2015 - kurs certyfikujący w specjalności „Hematologia” w Centrum Badań Hematologicznych w Moskwie.
2015-2016 – terapeuta w VGKBSMP nr 1.
2016 - zatwierdzono temat rozprawy doktorskiej na stopień Kandydata Nauk Medycznych „Badanie przebiegu klinicznego choroby i rokowania u chorych na przewlekłą obturacyjną chorobę płuc z zespołem niedokrwistości”. Współautor ponad 10 opublikowanych prac. Uczestnik konferencji naukowo-praktycznych z zakresu genetyki i onkologii.
2017 - szkolenie zaawansowane na temat: „Interpretacja wyników badań genetycznych u pacjentów z chorobami dziedzicznymi”.
Od 2017 rezydentura na specjalności „Genetyka” w oparciu o RMANPO.
Przewodniczący
"Genetyka"
Kanivet
Ilja Wiaczesławowicz
Kanivets Ilya Wiaczesławowicz, genetyk, kandydat nauk medycznych, kierownik działu genetyki medycznego centrum genetycznego Genomed. Asystent w Zakładzie Genetyki Medycznej Rosyjskiej Akademii Medycznej Ustawicznego Kształcenia Zawodowego.
Ukończył studia na Wydziale Lekarskim Moskiewskiego Państwowego Uniwersytetu Medyczno-Stomatologicznego w 2009 roku, a w 2011 roku – rezydenturę na specjalności „Genetyka” na Wydziale Genetyki Medycznej tej samej uczelni. W 2017 roku obronił rozprawę doktorską o stopień naukowy Kandydata nauk medycznych na temat: Diagnostyka molekularna zmienności liczby kopii skrawków DNA (CNV) u dzieci z wadami wrodzonymi, anomaliami fenotypowymi i/lub upośledzeniem umysłowym z wykorzystaniem SNP o dużej gęstości mikromacierze oligonukleotydowe.”
W latach 2011-2017 pracował jako genetyk w Dziecięcym Szpitalu Klinicznym im. N.F. Filatow, dział doradztwa naukowego Federalnej Państwowej Instytucji Budżetowej „Centrum Medycznych Badań Genetycznych”. Od 2014 roku do chwili obecnej kieruje oddziałem genetyki Centrum Medycznego Genomed.
Główne obszary działalności: diagnostyka i leczenie pacjentów z chorobami dziedzicznymi i wadami wrodzonymi, padaczka, poradnictwo lekarsko-genetyczne rodzin, w których urodziło się dziecko z dziedziczną patologią lub wadami rozwojowymi, diagnostyka prenatalna. Podczas konsultacji analizowane są dane kliniczne i genealogia w celu ustalenia hipotezy klinicznej i niezbędnej ilości badań genetycznych. Na podstawie wyników ankiety dane są interpretowane, a otrzymane informacje wyjaśniane konsultantom.
Jest jednym z założycieli projektu „Szkoła Genetyki”. Regularnie wygłasza prezentacje na konferencjach. Prowadzi wykłady dla genetyków, neurologów i położników-ginekologów, a także dla rodziców pacjentów z chorobami dziedzicznymi. Jest autorem i współautorem ponad 20 artykułów i recenzji w czasopismach rosyjskich i zagranicznych.
Obszar zainteresowań zawodowych to wdrażanie nowoczesnych badań obejmujących cały genom do praktyki klinicznej i interpretacja ich wyników.
Godziny przyjęć: środa, piątek 16-19
Przewodniczący
"Neurologia"
Szarkow
Artem Aleksiejewicz
Szarkow Artem Aleksiejewicz– neurolog, epileptolog
W 2012 roku studiował w ramach międzynarodowego programu „Medycyna Orientu” na Uniwersytecie Daegu Haanu w Korei Południowej.
Od 2012 - udział w organizacji bazy danych i algorytmu interpretacji badań genetycznych xGenCloud (https://www.xgencloud.com/, Kierownik Projektu - Igor Ugarov)
W 2013 roku ukończył Wydział Pediatryczny Rosyjskiego Narodowego Uniwersytetu Medycznego im. N.I. Pirogow.
W latach 2013-2015 odbył rezydenturę kliniczną z neurologii w Federalnej Państwowej Instytucji Budżetowej „Centrum Naukowe Neurologii”.
Od 2015 roku pracuje jako neurolog i pracownik naukowy w Naukowo-Badawczym Instytucie Klinicznym Pediatrii im. Akademika Yu.E. Veltishchev GBOU VPO RNIMU im. NI Pirogow. Pracuje także jako neurolog i lekarz w pracowni monitoringu wideo-EEG w klinikach Centrum Epileptologii i Neurologii im. A.A. Kazaryana” i „Centrum Padaczki”.
W 2015 roku odbył szkolenie we Włoszech w szkole „2nd International Residential Course on Drug Resistant Epilepsies, ILAE, 2015”.
W 2015 roku szkolenie zaawansowane – „Genetyka kliniczna i molekularna dla lekarzy”, RDKB, RUSNANO.
W 2016 roku odbyło się szkolenie zaawansowane – „Podstawy genetyki molekularnej” pod kierunkiem bioinformatyka, dr hab. Konovalova F.A.
Od 2016 roku kierownik kierunku neurologicznego laboratorium Genomed.
W 2016 roku ukończył szkolenie we Włoszech w szkole „Międzynarodowy kurs zaawansowany San Servolo: Brain Exploration and Epilepsy Surger, ILAE, 2016”.
W 2016 roku szkolenie zaawansowane – „Innowacyjne technologie genetyczne dla lekarzy”, „Instytut Medycyny Laboratoryjnej”.
W 2017 r. – szkoła „NGS w genetyce medycznej 2017”, Moskiewskie Państwowe Centrum Badawcze
Obecnie prowadzi badania naukowe z zakresu genetyki padaczki pod kierunkiem profesora nauk medycznych, doktora nauk medycznych. Belousova E.D. i profesor, doktor nauk medycznych. Dadali E.L.
Zatwierdzono temat rozprawy doktorskiej na stopień kandydata nauk medycznych „Kliniczna i genetyczna charakterystyka monogenowych wariantów wczesnych encefalopatii padaczkowych”.
Głównymi obszarami działalności jest diagnostyka i leczenie padaczki u dzieci i dorosłych. Wąska specjalizacja – chirurgiczne leczenie padaczki, genetyka padaczki. Neurogenetyka.
Publikacje naukowe
Sharkov A., Sharkova I., Golovteev A., Ugarov I. „Optymalizacja diagnostyki różnicowej i interpretacji wyników badań genetycznych z wykorzystaniem systemu eksperckiego XGenCloud dla niektórych postaci padaczki.” Genetyka Medyczna, nr 4, 2015, s. 10-10. 41.
*
Sharkov A.A., Vorobyov A.N., Troitsky A.A., Savkina I.S., Dorofeeva M.Yu., Melikyan A.G., Golovteev A.L. „Operacja padaczki wieloogniskowych zmian w mózgu u dzieci ze stwardnieniem guzowatym”. Streszczenia XIV Rosyjskiego Kongresu „innowacyjne technologie w pediatrii i chirurgii dziecięcej”. Rosyjski Biuletyn Perinatologii i Pediatrii, 4, 2015. - s. 226-227.
*
Dadali E.L., Belousova E.D., Sharkov A.A. „Molekularne podejścia genetyczne do diagnostyki monogenowych padaczek idiopatycznych i objawowych”. Teza XIV Kongresu Rosyjskiego „innowacyjne technologie w pediatrii i chirurgii dziecięcej”. Rosyjski Biuletyn Perinatologii i Pediatrii, 4, 2015. - s.221.
*
Sharkov A.A., Dadali E.L., Sharkova I.V. „Rzadki wariant wczesnej encefalopatii padaczkowej typu 2 spowodowany mutacjami w genie CDKL5 u mężczyzny.” Konferencja „Epileptologia w systemie neuronauek”. Zbiór materiałów konferencyjnych: / Redakcja: prof. Neznanova N.G., prof. Michajłowa V.A. Petersburg: 2015. – s. 23 210-212.
*
Dadali E.L., Sharkov A.A., Kanivets I.V., Gundorova P., Fominykh V.V., Sharkova I.V. Troitsky A.A., Golovteev A.L., Polyakov A.V. Nowy wariant alleliczny padaczki mioklonicznej typu 3, wywołanej mutacjami w genie KCTD7 // Medical Genetics - 2015. - Vol. 14. - No. 9. - s. 44-47
*
Dadali E.L., Sharkova I.V., Sharkov A.A., Akimova I.A. „Cechy kliniczne i genetyczne oraz nowoczesne metody diagnostyki padaczek dziedzicznych.” Zbiór materiałów „Technologie biologii molekularnej w praktyce medycznej” / wyd. Członek korespondent RAIN A.B. Maslennikova.- Problem. 24.- Nowosybirsk: Akademizdat, 2016.- 262: s. 24.- Nowosybirsk: Akademizdat, 2016.-262:s. 52-63
*
Belousova E.D., Dorofeeva M.Yu., Sharkov A.A. Padaczka w stwardnieniu guzowatym. W „Choroby mózgu, aspekty medyczne i społeczne” pod redakcją Gusiewa E.I., Gekhta A.B., Moskwa; 2016; s. 391-399
*
Dadali E.L., Sharkov A.A., Sharkova I.V., Kanivets I.V., Konovalov F.A., Akimova I.A. Choroby i zespoły dziedziczne, którym towarzyszą drgawki gorączkowe: charakterystyka kliniczna i genetyczna oraz metody diagnostyczne. //Russian Journal of Child Neurology.- T. 11.- nr 2, s. 2 33- 41. doi: 10.17650/ 2073-8803-2016-11-2-33-41
*
Sharkov A.A., Konovalov F.A., Sharkova I.V., Belousova E.D., Dadali E.L. Genetyczne podejście molekularne do diagnostyki encefalopatii padaczkowych. Zbiór abstraktów „VI BAŁTYCKI KONGRES NEUROLOGII DZIECIĘCEJ” / Pod redakcją prof. Guzevy V.I. Petersburg, 2016, s. 25. 391
*
Hemisferotomia w leczeniu padaczki lekoopornej u dzieci z obustronnym uszkodzeniem mózgu Zubkova N.S., Altunina G.E., Zemlyansky M.Yu., Troitsky A.A., Sharkov A.A., Golovteev A.L. Zbiór abstraktów „VI BAŁTYCKI KONGRES NEUROLOGII DZIECIĘCEJ” / Pod redakcją prof. Guzevy V.I. Petersburg, 2016, s. 25. 157.
*
*
Artykuł: Genetyka i zróżnicowane leczenie wczesnych encefalopatii padaczkowych. AA Sharkov*, I.V. Sharkova, ED Belousova, E.L. Tak zrobili. Journal of Neurology and Psychiatry, 9, 2016; Tom. 2doi: 10.17116/jnevro 20161169267-73
*
Golovteev A.L., Sharkov A.A., Troitsky A.A., Altunina G.E., Zemlyansky M.Yu., Kopachev D.N., Dorofeeva M.Yu. „Chirurgiczne leczenie padaczki w stwardnieniu guzowatym” pod redakcją Dorofeevy M.Yu., Moskwa; 2017; s. 274
*
Nowe międzynarodowe klasyfikacje padaczek i napadów padaczkowych Międzynarodowej Ligi Przeciwpadaczkowej. Journal of Neurology and Psychiatry . CC Korsakow. 2017. T. 117. nr 7. s. 99-106
Przewodniczący
"Diagnoza prenatalna"
Kijów
Julia Kirillovna
W 2011 roku ukończyła Moskiewski Państwowy Uniwersytet Medyczno-Dentystyczny. sztuczna inteligencja Evdokimova, absolwentka medycyny ogólnej, studiowała rezydenturę na Wydziale Genetyki Medycznej tej samej uczelni, uzyskując dyplom z genetyki.
W 2015 roku odbyła staż na kierunku Położnictwo i Ginekologia w Medycznym Instytucie Zaawansowanego Kształcenia Lekarzy Federalnej Państwowej Budżetowej Instytucji Edukacyjnej Wyższej Edukacji Zawodowej „MSUPP”
Od 2013 roku prowadzi konsultacje w Państwowej Instytucji Budżetowej „Centrum Planowania Rodziny i Rozrodu” Departamentu Zdrowia.
Od 2017 roku jest kierownikiem kierunku „Diagnostyka Prenatalna” w laboratorium Genomed
Regularnie wygłasza prezentacje na konferencjach i seminariach. Prowadzi wykłady dla różnych lekarzy specjalistów z zakresu rozrodu i diagnostyki prenatalnej
Zajmuje się poradnictwem medycznym i genetycznym dla kobiet w ciąży w zakresie diagnostyki prenatalnej w celu zapobiegania narodzinom dzieci z wadami wrodzonymi, a także rodzinom z prawdopodobnymi patologiami dziedzicznymi lub wrodzonymi. Interpretuje uzyskane wyniki diagnostyki DNA.
SPECJALIŚCI
Łatypow
Artur Szamilewicz
Łatypow Artur Shamilewicz jest lekarzem genetykiem o najwyższej kategorii kwalifikacji.
Po ukończeniu wydziału lekarskiego Kazańskiego Państwowego Instytutu Medycznego w 1976 roku pracował przez wiele lat, najpierw jako lekarz w gabinecie genetyki medycznej, a następnie jako kierownik centrum medyczno-genetycznego Szpitala Republikańskiego w Tatarstanie, główny specjalista Ministerstwa Zdrowia Republiki Tatarstanu oraz jako nauczyciel na wydziałach Kazańskiego Uniwersytetu Medycznego.
Autor ponad 20 prac naukowych poświęconych problematyce genetyki rozrodu i biochemicznej, uczestnik wielu krajowych i międzynarodowych kongresów i konferencji poświęconych problematyce genetyki medycznej. Wprowadził do praktycznej pracy ośrodka metody masowych badań przesiewowych kobiet w ciąży i noworodków w kierunku chorób dziedzicznych, wykonał tysiące zabiegów inwazyjnych w kierunku podejrzeń chorób dziedzicznych płodu na różnych etapach ciąży.
Od 2012 roku pracuje w Zakładzie Genetyki Medycznej z kursem diagnostyki prenatalnej Rosyjskiej Akademii Kształcenia Podyplomowego.
Obszar zainteresowań naukowych: choroby metaboliczne u dzieci, diagnostyka prenatalna.
Godziny przyjęć: śr. 12-15, sob. 10-14Lekarze przyjmowani są po wcześniejszym umówieniu.
Genetyk
Gabelko
Denis Igorewicz
W 2009 roku ukończył studia na Wydziale Lekarskim KSMU im. S. V. Kurashova (specjalność „Medycyna ogólna”).
Staż w Akademii Medycznej Kształcenia Podyplomowego w Petersburgu Federalnej Agencji Zdrowia i Rozwoju Społecznego (specjalność „Genetyka”).
Staż w Terapii. Podstawowe przekwalifikowanie w specjalności „Diagnostyka USG”. Od 2016 roku jest pracownikiem Zakładu Podstaw Medycyny Klinicznej Instytutu Medycyny Podstawowej i Biologii.
Obszar zainteresowań zawodowych: diagnostyka prenatalna, zastosowanie nowoczesnych metod przesiewowych i diagnostycznych w rozpoznawaniu patologii genetycznych płodu. Określanie ryzyka nawrotu chorób dziedzicznych w rodzinie.
Uczestnik konferencji naukowo-praktycznych z zakresu genetyki oraz położnictwa i ginekologii.
Doświadczenie zawodowe 5 lat.
Konsultacja po wcześniejszym umówieniuLekarze przyjmowani są po wcześniejszym umówieniu.
Genetyk
Griszyna
Krystyna Aleksandrowna
W 2015 roku ukończyła Moskiewski Państwowy Uniwersytet Medyczno-Dentystyczny, uzyskując dyplom z medycyny ogólnej. W tym samym roku rozpoczęła rezydenturę na specjalności 30.08.30 „Genetyka” w Federalnej Państwowej Instytucji Budżetowej „Centrum Badań Genetyki Medycznej”.
Została zatrudniona w Laboratorium Genetyki Molekularnej Chorób Złożonych Dziedzicznych (kierowanym przez dr A.V. Karpukhina) w marcu 2015 roku na stanowisku asystenta badawczego. Od września 2015 roku została przeniesiona na stanowisko asystenta badawczego. Jest autorem i współautorem ponad 10 artykułów i abstraktów z zakresu genetyki klinicznej, onkogenetyki i onkologii molekularnej w czasopismach rosyjskich i zagranicznych. Stały uczestnik konferencji z zakresu genetyki medycznej.
Obszar zainteresowań naukowych i praktycznych: poradnictwo medyczne i genetyczne pacjentów z dziedziczną patologią syndromiczną i wieloczynnikową.
Konsultacja z genetykiem pozwala odpowiedzieć na następujące pytania:
Czy objawy u dziecka mogą świadczyć o chorobie dziedzicznej?
jakie badania są potrzebne, aby zidentyfikować przyczynę
ustalenie dokładnej prognozy
zalecenia dotyczące prowadzenia i oceny wyników diagnostyki prenatalnej
wszystko, co musisz wiedzieć planując rodzinę
konsultacje przy planowaniu zapłodnienia in vitro
konsultacje stacjonarne i on-line
wziął udział w szkole naukowo-praktycznej „Innowacyjne technologie genetyczne dla lekarzy: zastosowanie w praktyce klinicznej”, konferencji Europejskiego Towarzystwa Genetyki Człowieka (ESHG) oraz innych konferencjach poświęconych genetyce człowieka.
Prowadzi poradnictwo lekarsko-genetyczne dla rodzin, w których podejrzewa się patologie dziedziczne lub wrodzone, w tym choroby monogenowe i nieprawidłowości chromosomalne, ustala wskazania do laboratoryjnych badań genetycznych oraz interpretuje wyniki diagnostyki DNA. Konsultuje kobiety w ciąży w zakresie diagnostyki prenatalnej, aby zapobiec urodzeniu dzieci z wadami wrodzonymi.
Genetyk, położnik-ginekolog, kandydat nauk medycznych
Kudryavtseva
Elena Władimirowna
Genetyk, położnik-ginekolog, kandydat nauk medycznych.
Specjalista z zakresu poradnictwa reprodukcyjnego i patologii dziedzicznej.
W 2005 roku ukończyła Uralską Państwową Akademię Medyczną.
Staż na położnictwie i ginekologii
Staż w specjalności „Genetyka”
Przekwalifikowanie zawodowe w specjalności „Diagnostyka USG”
Zajęcia:
- Niepłodność i poronienie Wasylisa Juriewna
Jest absolwentką Państwowej Akademii Medycznej w Niżnym Nowogrodzie, Wydział Lekarski (specjalność „Medycyna ogólna”). Ukończyła rezydenturę kliniczną w FBGNU „MGNC”, uzyskując dyplom z genetyki. W 2014 roku odbyła staż w Klinice Położnictwa i Dzieciństwa (IRCCS materno infantile Burlo Garofolo, Triest, Włochy).
Od 2016 roku pracuje jako lekarz konsultant w Genomed LLC.
Regularnie uczestniczy w konferencjach naukowych i praktycznych z zakresu genetyki.
Główna działalność: Doradztwo w zakresie diagnostyki klinicznej i laboratoryjnej chorób genetycznych oraz interpretacji wyników. Postępowanie z pacjentami i ich rodzinami z podejrzeniem patologii dziedzicznej. Doradztwo przy planowaniu ciąży, a także w czasie ciąży w zakresie diagnostyki prenatalnej w celu zapobiegania narodzinom dzieci z wadami wrodzonymi.
Nowoczesna metoda analizy cytogenetycznej, która pozwala na określenie zmian jakościowych i ilościowych w chromosomach (w tym translokacji i mikrodelecji) i znajduje zastosowanie w diagnostyce różnicowej złośliwych chorób krwi i guzów litych.
Synonimy rosyjski
Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ
Analiza RYB
Synonimy angielskie
Fluorescencja na miejscu hybrydyzacja
Metoda badań
Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ.
Jaki biomateriał można wykorzystać do badań?
Próbka tkanki, próbka tkanki w bloku parafinowym.
Jak prawidłowo przygotować się do badań?
Nie wymaga przygotowania.
Ogólne informacje o badaniu
Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH, z angielskiego fluorescencja W- miejsce hybrydyzacja) jest jedną z najnowocześniejszych metod diagnozowania nieprawidłowości chromosomowych. Opiera się na zastosowaniu znakowanych fluorescencyjnie sond DNA. Sondy DNA to specjalnie syntetyzowane fragmenty DNA, których sekwencja jest komplementarna do sekwencji DNA badanych nieprawidłowych chromosomów. Dlatego testy DNA różnią się składem: do wykrycia różnych nieprawidłowości chromosomowych stosuje się różne, specyficzne testy DNA. Sondy DNA różnią się także wielkością: niektóre można skierować na cały chromosom, inne na określone locus.
Jeżeli podczas procesu hybrydyzacji w badanej próbce obecne są nieprawidłowe chromosomy, wiążą się one z sondą DNA, która po badaniu pod mikroskopem fluorescencyjnym jest określana jako sygnał fluorescencyjny (dodatni wynik testu FISH). W przypadku braku nieprawidłowych chromosomów, niezwiązane sondy DNA ulegają „wypłukaniu” podczas reakcji, co przy badaniu pod mikroskopem fluorescencyjnym definiuje się jako brak sygnału fluorescencyjnego (ujemny wynik testu FISH). Metoda pozwala ocenić nie tylko obecność sygnału fluorescencyjnego, ale także jego intensywność i lokalizację. Zatem test FISH jest metodą nie tylko jakościową, ale także ilościową.
Test FISH ma wiele zalet w porównaniu z innymi metodami cytogenetycznymi. Przede wszystkim badania FISH można zastosować zarówno do jąder metafazowych, jak i międzyfazowych, czyli komórek niedzielących się. Na tym właśnie polega główna zaleta metody FISH w porównaniu z klasycznymi metodami kariotypowania (np. barwieniem chromosomów Romanowskiego-Giemsy), które stosuje się wyłącznie do jąder metafazowych. To sprawia, że FISH jest dokładniejszą metodą identyfikacji nieprawidłowości chromosomowych w tkankach o niskiej aktywności proliferacyjnej, w tym w guzach litych.
Ponieważ w teście FISH wykorzystuje się stabilne DNA jąder międzyfazowych, do badań można wykorzystać różnorodne biomateriały - aspiraty z biopsji aspiracyjnej cienkokątowej, rozmazy, aspiraty szpiku kostnego, wycinki z biopsji i co ważne, zakonserwowane fragmenty tkanek, np. bloczki histologiczne. Na przykład test FISH można z powodzeniem wykonać na powtarzanych wycinkach uzyskanych z bloku histologicznego biopsji piersi, potwierdzając rozpoznanie gruczolakoraka piersi i konieczność określenia statusu HER2/neu guza. Należy szczególnie podkreślić, że obecnie badanie FISH jest zalecane jako badanie potwierdzające w przypadku uzyskania nieokreślonego wyniku badania immunohistochemicznego nowotworu w kierunku markera nowotworowego HER2/neu (IHC 2+).
Kolejną zaletą FISH jest jego zdolność do wykrywania mikrodelecji, których nie można wykryć za pomocą klasycznego kariotypowania lub PCR. Ma to szczególne znaczenie w przypadku podejrzenia zespołu DiGeorge’a i zespołu welokardowo-twarzowego.
Test FISH ma szerokie zastosowanie w diagnostyce różnicowej chorób nowotworowych, przede wszystkim w onkohematologii. Nieprawidłowości chromosomalne w połączeniu z obrazem klinicznym i danymi z badań immunohistochemicznych stanowią podstawę klasyfikacji, określenia taktyki leczenia i rokowania chorób limfo- i mieloproliferacyjnych. Klasycznymi przykładami są przewlekła białaczka szpikowa – t (9;22), ostra białaczka promielocytowa – t (15;17), przewlekła białaczka limfatyczna – trisomia 12 i inne. Jeśli chodzi o guzy lite, badanie FISH jest najczęściej stosowane w diagnostyce raka piersi, raka pęcherza moczowego, raka okrężnicy, nerwiaka niedojrzałego, siatkówczaka i innych.
Badanie FISH można również wykorzystać w diagnostyce prenatalnej i przedimplantacyjnej.
Test FISH często wykonuje się w połączeniu z innymi metodami diagnostyki molekularnej i cytogenetycznej. Wynik tego badania ocenia się w połączeniu z wynikami dodatkowych danych laboratoryjnych i instrumentalnych.
Do czego służą badania?
- Do diagnostyki różnicowej chorób nowotworowych (krwi i narządów stałych).
Kiedy zaplanowano badanie?
- Jeśli podejrzewa się obecność złośliwej choroby krwi lub guzów litych, taktyka leczenia i rokowanie zależą od składu chromosomalnego klonu nowotworu.
Co oznaczają wyniki?
Wynik pozytywny:
- Obecność nieprawidłowych chromosomów w próbce testowej.
Wynik negatywny:
- Brak nieprawidłowych chromosomów w badanej próbce.
Co może mieć wpływ na wynik?
- Liczba nieprawidłowych chromosomów.
- Badanie immunohistochemiczne materiału klinicznego (przy użyciu 1 przeciwciała)
- Badanie immunohistochemiczne materiału klinicznego (przy użyciu 4 lub więcej przeciwciał)
- Określenie statusu HER2 nowotworu metodą FISH
- Określenie statusu nowotworu HER2 metodą CISH
Kto zleca badanie?
Onkolog, pediatra, położnik-ginekolog, genetyk.
Literatura
- Wan TS, Ma ES. Cytogenetyka molekularna: niezbędne narzędzie w diagnostyce nowotworów. Przeciwnowotworowy Res. 2005 lipiec-sierpień;25(4):2979-83.
- Kolialexi A, Tsangaris GT, Kitsiou S, Kanavakis E, Mavrou A. Wpływ badań cytogenetycznych i molekularnych na nowotwory hematologiczne. Chang Gung Med J. 2012 marzec-kwiecień;35(2):96-110.
- Mühlmann M. Cytogenetyka molekularna w komórkach metafazowych i interfazowych dla nowotworów oraz badań genetycznych, diagnostyki i rokowania. Zastosowanie w skrawkach tkankowych i zawiesinach komórkowych. Genet Mol Res. 30 czerwca 2002 r.;1(2):117-27.